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Proyecto terminado - Repositorio Institucional de la UAL

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Proyecto terminado - Repositorio Institucional de la UAL
UNIVERSIDAD DE ALMERÍA
ESCUELA POLITÉCNICA SUPERIOR Y FACULTAD DE
CIENCIAS EXPERIMENTALES
INGENIERO TÉCNICO AGRÍCOLA
“Evaluación del uso de un aislado fúngico micopatógeno
aplicado en sustrato en plántulas de melón”
Alumno: Juan José Martínez Moya
Almería, noviembre 2013
Directores: Dr. Dña. Milagrosa Santos Hernández
Dr. Dn. Fernando José Diánez Martínez
Índice
1. Interés y objetivos
1.1. Importancia de los biofertilizantes en la agricultura
1.2 Objetivos de la investigación
2. Revisión bibliográfica
2.1. El cultivo del melón (Cucumis melo L.)
2.1.1. Mercado del melón
2.1.2. Calidad
2.1.2.1. Métodos para determinar la calidad
2.1.2.2. Principales parámetros de calidad
2.1.2.3. Evolución de los parámetros de calidad interna con el estado de
maduración
2.1.2.4. Causas de la pérdida de calidad o desvalorización del melón
2.1.2.5. Pos-recolección en melón
2.2 El uso de biofertilizantes en la agricultura
2.2.2.1 Fijadores de nitrógeno
2.2.2 Hongos micorrícicos
2.2.3 Promotores del crecimiento vegetal
2.2.3.1 Bacterias
2.2.3.2 Hongos
2.2.3.2.1 Género Trichoderma
2.2.3.2.1.1- Características ecológicas de Trichoderma.
2.3. Trichoderma como biofertilizante
2.3.1. Características de Trichoderma aggressivum
3. Materiales y métodos.
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Juan José Martínez Moya
3.1. Introducción.
3.2. Multiplicación y preparación de inóculo.
3.2.1. Preparación del medio de cultivo para la cepa Trichoderma
aggressivum
3.2.2. Preparación de disoluciones y cuantificación de esporas
3.3. Inoculación en semillero.
3.4. Evaluación del estado y calidad de las plántulas.
3.4.1. Metodología empleada en la realización de las medidas.
3.4.2. Análisis estadístico de los datos obtenidos
4. Resultados y discusión.
4.1. Introducción
4.2. Medidas de cada uno de los parámetros estudiados.
4.2.1. Longitud.
4.2.2. Número de hojas
4.2.3. Calibre
4.2.4. Peso seco raíz
4.2.5. Peso seco parte aérea
4.2.6. Peso seco tallo
4.2.7. Peso seco hoja
4.2.8. Peso seco total
4.2.9. Área foliar
4.2.10. Índice de esbeltez de Schmidt-Vogt
4.2.11. Índice tallo raíz (ITR)
4.2.12. Índice de calidad de Dickson (QI)
4.2.13. Área foliar específica (AFE)
3
Juan José Martínez Moya
4.2.14. Cociente de área foliar (CAF)
4.2.15. Índice de calidad hortícola al pre-trasplante
4.3
Comparación
de
Trichoderma
aggressivum en
sustrato
con
Trichoderma aggressivum aplicación foliar.
5. Conclusiones
Índice de tablas
Tabla.1 Principales países productores de melón (http://www.made-in-argentina.com, 2013)
Tabla 2: Resumen histórico taxonómico del género Trichoderma spp.
Tabla 3: Productos basados en Trichoderma registrados y comercializados como
agentes de control biológico.
Tabla 4: Trichoderma registrados y comercializados como agentes de control
biológico según MAGRAMA.
Tabla 5: Resultados obtenidos. Valores de cada parámetro con sus tratamientos.
Tabla 6: Resultados obtenidos por Francisca Rodríguez Salmerón.
Índice de figuras
Figura 1: Conidios y conidióforos de Trichoderma sp. (400x)
Figura 2: Detalle de cómo afecta la Trichoderma al casco del champiñón
Figura 3: Detalle del corte del Champiñón
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Juan José Martínez Moya
Figura 4: Detalle al microscopio de T. aggressivum
Figura 5: Cuadro de los diferentes tratamientos
Figura 6: Preparación inoculo en semillero
Figura 7: Despiece previamente de las plantas de melón
Figura 8: Medida del calibre de las plantas de melón
Figura 9: Preparando las plantas para medición del área foliar
Figura 10: Preparando raíz para secado
Figura 11: Pesando la raíz
Figura 12: Longitud media del tallo de las plantas de melón (cm), inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(Kruskal-Wallis, LSD 99%).
Figura 13: Número medio de hojas de las plantas de melón, inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(Kruskal-Wallis, LSD 99%).
Figura 14: Calibre medio del tallo de las plantas de melón (mm), inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(ANOVA, LSD 95%).
Figura 15: Peso seco medio total de las plantas de melón (g), inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(Kruskal-Wallis, LSD 99%).
Figura 16: Peso seco medio de la parte aérea de las plantas de melón (g), inoculadas
con las distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo
(To). (Kruskal-Wallis, LSD 99%).
Figura 17: Peso seco medio de los tallos de las plantas de melón (g), inoculadas con
las distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(Kruskal-Wallis, LSD 99%).
Figura 18: Peso seco medio de las hojas de las plantas de melón (g), inoculadas con
las distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(Kruskal-Wallis, LSD 99%).
Figura 19: Peso seco total de las plantas de melón (mm), inoculadas con las distintas
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Juan José Martínez Moya
cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To). (ANOVA,
LSD 95%).
Figura 20: Área foliar media de las plantas de melón (cm2), inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(Kruskal-Wallis, LSD 99%).
Figura 21: Índice de esbeltez (IE) de las plantas de melón, inoculadas con las distintas
cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To). (KruskalWallis, LSD 99%).
Figura 22: Índice de tallo raíz (ITR) de las plantas de melón, inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(Kruskal-Wallis, LSD 99%).
Figura 23: Índice de calidad de Dickson (QI) de las plantas de melón, inoculadas con
las distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(Kruskal-Wallis, LSD 99%).
Figura 24: Área foliar específica (AFE) de las plantas de melón, inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(Kruskal-Wallis, LSD 99%).
Figura 25: Cociente de área foliar (CAF) de las plantas de melón, inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(ANOVA LSD 95%).
Figura 26: Índice propuesto en el trabajo (ICHP); Índice de calidad hortícola al pretrasplante de las plantas de melón, inoculadas con las distintas cepas de Trichoderma
spp. Se compara con un tratamiento testigo (To). (Kruskal-Wallis, LSD 99%).
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Juan José Martínez Moya
1. Interés y objetivos
1.1 Importancia de los biofertilizantes en la agricultura
En la agricultura tradicional, se alternaban las líneas de cultivo en el suelo, o bien se
dejaba descansar la tierra durante un tiempo. Actualmente, en la agricultura intensiva, el
suelo apenas está sin cultivo, y se planta siempre en la misma línea de terreno, por lo
que se degrada el suelo rápidamente.
Por todas estas razones, se está empleado lo que se denomina “Biofertilización”, que
consiste en aumentar el número de microorganismos de un suelo, de esta forma, acelerar
todos los procesos microbianos, aumentar la cantidad de nutrientes asimilables por la
planta, etc.
Las especies pertenecientes al género Trichoderma se caracterizan por ser hongos
saprófitos, que sobreviven en suelos con diferentes cantidades de materia orgánica, los
cuales son capaces de descomponerla y en determinadas condiciones pueden ser
anaerobios facultativos, lo que les permite mostrar una mayor plasticidad ecológica. Se
encuentran presentes en todas las latitudes, desde las zonas polares hasta la ecuatorial.
Esta distribución tan amplia y su plasticidad ecológica están estrechamente relacionadas
con la alta capacidad enzimática que poseen para degradar sustratos, un metabolismo
versátil y resistencia a inhibidores microbianos. No obstante, se han realizado pocos
estudios acerca de la sobrevivencia, establecimiento y proliferación de este antagonista
en la rizosfera de la planta (Rodríguez, 1990).
El género Trichoderma posee buenas cualidades para el control de enfermedades en
plantas causadas por patógenos fúngicos Fusarium y otros (González et ál, 2002).
Este hongo actúa por medio de una combinación de competencia por nutrientes,
producción de metabolitos antifúngicos, enzimas hidrolíticas y micoparasitismo,
además de producir sustancias promotoras de crecimiento vegetal (Stefanova 1996).
Este proyecto de investigación se ha centrado en un hongo beneficioso para el suelo y
para la planta, y se engloba dentro del género Trichoderma.
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Juan José Martínez Moya
1.2 Objetivos de la investigación
1. Evaluación de la capacidad bioestimulante de Trichoderma aggressivum
aplicado en sustrato en comparación con un producto comercial basado en otras
especies del mismo género, sobre plántulas de melón en semillero.
2. Evaluación de la calidad de la plántula obtenida mediante el cálculo de
diferentes índices.
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Juan José Martínez Moya
2. Revisión bibliográfica
2.1. El cultivo del melón (Cucumis melo L.)
Dados los objetivos de este trabajo, se exponen a continuación algunos aspectos de
interés sobre el cultivo del melón, como los principales países productores y la calidad
que deben de tener los frutos.
2.1.1. Mercado del melón
Países Productores:
País
Producción
China
44%
España
34%
Irán
4%
Turquía
3,5%
E.E.U.U.
3%
Rumania
1%
Tabla 1. Principales países productores de melón (http://www.made-in-argentina.com, 2013)
2.1.2. Calidad
2.1.2.1. Métodos para determinar la calidad
La calidad que va a tener el fruto depende de diversos factores, y la valoración de la
misma tiene como único objetivo satisfacer las necesidades del consumidor, motivo por
el cual se lleva a cabo la evolución real de la calidad en el momento de consumo. Para
analizar la calidad se han desarrollado distintos métodos:
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Juan José Martínez Moya
1) Métodos subjetivos
Estos métodos de evaluación están basados en la opinión de los investigadores,
ocasionalmente en el resultado de una reacción fisiológica de entrenamientos,
experiencias individuales, influencias de las preferencias personales, poder de
percepción, etc. Esta evaluación es subjetiva porque el individuo requiere de un proceso
mental para dar su opinión de los valores cualitativos y cuantitativos de las
características estudiadas. Estos métodos suelen involucrar los sentidos de la
percepción, evaluando el sabor, el aroma, sabor, color, textura, tacto, olor.
2) Métodos objetivos
La evaluación de la calidad objetivamente está basada en la observación, que excluye
las aptitudes del investigador. Son representativos del control de calidad actual porque
el elemento humano es excluido. Se puede dividir en tres grupos generales (Wilbur,
1983).
a) Métodos de medida físicos: mide los tributos tales como el tamaño, textura, color,
consistencia de la pulpa…
b) Métodos de medida química: los métodos de análisis utilizados son la de evaluación
cuantitativa de los valores nutritivos y niveles de calidad, pH, acidez.
c) Métodos de microscopio: son de excelente aplicación a los programas de control de
calidad y se dividen en dos categorías
- Test de contaminación, indicados para detectar la presencia de bacterias, hongos o
materias extrañas.
- Diferenciación del tipo de células, tejidos y microorganismos de frutos y hortalizas.
2.1.2.2. Principales parámetros de calidad
Bajo el concepto de calidad, se engloban gran número de parámetros que en conjunto
determinan que un fruto sea apto para el consumo se admiten como usuales los
parámetros como sabor, aromas, color, calibre, firmeza, sólidos solubles, acidez, valor
nutritivo, etc. (Casas et al., 1993).
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Juan José Martínez Moya
Aroma y sabor
El aroma como característica más o menos subjetiva es un parámetro de calidad que está
afectando tanto por las prácticas agrícolas, como por los tratamientos de pos-cosecha y
el control genético. Las características del sabor dulce y la intensidad en el aroma del
melón, están afectadas por todos los constituyentes cuantificables individualmente del
melón. Existe unanimidad entre los diferentes autores en señalar que la salinidad
provoca un aumento del contenido en sólidos solubles, considerados estos como índice
de la dulzura del fruto (Costa et al., 1997).
El fruto se debe recolectar cuando alcanza el mayor contenido en azúcares, dentro de la
madurez fisiológica, pues una vez cortados, estos prácticamente no aumentan. Si la
recolección se lleva a efecto demasiado pronto, quedará falto de aroma y sabor
(Giambanco, 1997).
Color
El color es un factor importante para valorar la calidad, ya que frecuentemente está
ligado a la maduración, presencia de impurezas, realización apropiada o defectuosa de
un tratamiento tecnológico, malas condiciones de almacenamiento, comienzo de una
alteración por microorganismos, etc. Por eso, se basan en el color varios métodos
oficiales para valorar la calidad.
Los alimentos presentan una coloración porque los pigmentos que contienen absorben la
luz de unas determinadas longitudes de onda y reflejan o transmiten la luz de otras. El
color se ve afectado no solo por la concentración de pigmentos, sino también por la
estructura física del alimento o por la forma en que se dispersa la luz desde la superficie.
Calibre
El calibre de cada fruto dependerá del peso en cuestión de cada melón.
Firmeza
El parámetro que mide la resistencia de penetración de los tejidos del fruto es la
firmeza. Como consecuencia de la maduración, se produce la disminución de la firmeza
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Juan José Martínez Moya
de los tejidos. La dureza de la pulpa se mide con el penetrómetro. Esta prueba determina
la consistencia del fruto durante la fase de comercialización. Los valores comprendidos
entre 0,5 y 1,5 kg·cm-2 son los considerados idóneos para el transporte (Giambanco,
1997).
Sólidos Solubles
La composición en azúcares de los frutos de melón, a lo largo de su desarrollo y
maduración, es un aspecto de gran interés en la determinación del punto de madurez de
los frutos; de manera que, si los frutos son cortados prematuramente de las plantas como
el contenido en sacarosa de los mismos procede de la descomposición y translocación
de los hidratos de carbono de las hojas (principalmente almidón), proceso que se reduce
muy tardíamente, las pulpas pueden no haber alcanzado un suficiente grado de dulzor y
este proceso no se altera con el paso del tiempo y almacenamiento.
La determinación del punto de madurez, en contraposición de lo que ocurre con otras
hortalizas, es bastante dificultosa, y el intervalo de recolección de un fruto, es bastante
estrecho Para el melón tipo Cantaloup el rango óptimo de sólidos solubles para la
recolección oscila entre 12 y 14 º Brix ya que por encima de 15 º Brix la conservación
es bastante corta (Maroto, 1997).
2.1.2.3. Evolución de los parámetros de calidad interna con el estado de
maduración.
Para la formación y maduración de los frutos del melón deben transcurrir unos 40días.
Los primeros quince días tras la fecundación de las flores, son de crecimiento
exponencial en peso, al término de los cuales el fruto ha alcanzado la mitad de su
volumen total, y a partir de ese momento se inicia la pérdida de color de la pulpa por
degradación de los carotenos. Desde ese instante, el crecimiento disminuye y cuando ha
transcurrido un mes tras la fecundación, puede decirse que el fruto ha alcanzado
prácticamente su tamaño definitivo, produciéndose la maduración durante los últimos
10días, fase en la que se producen importantes cambios bioquímicos que conducen a un
incremento notable del contenido en azúcares del fruto (Maroto,. 1983).
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Juan José Martínez Moya
Firmeza
La reducción de la firmeza en los frutos es una consecuencia de la actividad de la
enzima poligacturonasa (PG) sobre las pectinas y paredes celulares, provocando
cambiasen las características de los tejidos que conducen al ablandamiento. Esta enzima
aparece progresivamente en el proceso de maduración mientras que en los frutos verdes
no aparece esta enzima.
Sólidos Solubles
En los primeros estadios de crecimiento de los frutos, el contenido en azúcares totales es
escaso, y está formado principalmente por fructosa y glucosa. A medida que los frutos
de melón van madurando, el contenido en azúcares se va incrementando hasta superar el
97% de los sólidos solubles, siendo la sacarosa el hidrato de carbono más importante
con más del 50% del total de estos.
En estudios efectuados sobre melón “reticulado”, se ha visto que al principio de la
formación de los frutos, la glucosa y la fructosa se forman gracias a la actividad de la
enzima invertasa, pero con el paso del tiempo, y el desarrollo de la maduración de los
frutos, la actividad de esta enzima va disminuyendo, mientras se va incrementando la
operatividad de otra enzima, la sacarosa-fosfato-sintasa, encargada de formar sacarosa
(Mc Collimet al., 1998). Con menores disponibilidades de hidrocarbonatos de partida,
pero en cualquier caso una supresión más o menos intensa del área foliar, podría influir
de forma clara en la acumulación de azucares, al ser precisamente en las hojas, donde se
elabora el almidón, del que posteriormente se forman los oligosacáridos en el interior de
los frutos. (Hubbard y Pharr,. 1990).
El máximo incremento de azúcar en los frutos de melón, se desarrolla entre los días 28 y
42 tras la antesis, produciéndose ésta principalmente en forma de sacarosa.
Acidez valorable
La acidez valorable es un parámetro que varia con el estado de maduración del fruto
(González, 1998).
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Juan José Martínez Moya
pH
El pH del fruto, es un parámetro que tiende a ir aumentando con la maduración del fruto
(González, 1998).
2.1.2.4. Causas de la pérdida de calidad o desvalorización del melón
Los melones deben tratarse con cuidado para evitar que aparezcan daños por golpes
durante la pos-recolección. La presencia de frutos deformados es normalmente
consecuencia de una mala polinización debida a condiciones climáticas desfavorables o
a la falta de insectos polinizadores. También puede ser debido a tratamientos excesivos
de hormonas, provocando un crecimiento exagerado del fruto. Existen numerosas
causas por las que el melón puede perder calidad y como consecuencia se produce una
desvalorización del producto. A continuación se enumeran las posibles causas:
Golpes
Los melones deben tratarse con cuidado, para evitar que aparezcan daños por golpes
durante la pos-recolección. Los melones de tipo reticulado son más sensibles que los
amarillos o los Honey Dew a los golpes. A su vez, los híbridos son más sensibles a este
tipo de daño por su corteza más fina, que las variedades tradicionales (Namesny, 1999).
Deformaciones
La presencia de frutos deformados es normalmente consecuencia de una mala
polinización, debida a condiciones climáticas desfavorables o a la falta de insectos
polinizadores. Estas deformaciones también pueden ser debidas a tratamientos
excesivos de hormonas. Es más frecuente en cultivo bajo plástico (Namesny, 1999).
Podredumbre apical
El fruto adquiere una coloración oscura, correosa y puede afectar a todo el fruto. Se
minimiza aplicando recubrimientos al suelo que mantengan constante la humedad,
aplicando fertilizantes con calcio y evitando los niveles altos de nitrógeno (Namesny,
1999).
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Juan José Martínez Moya
Grietas de crecimiento
Se trata de grietas longitudinales que aparecen en los frutos. La causa de este desorden
parece ligada a la nutrición y especialmente a la disponibilidad de agua en el suelo. Los
riegos irregulares las favorecen y existen diferencias varietales de susceptibilidad a esta
fisiopatía (Namesny, 1999).
Planchado
Consiste en manchas blancuzcas en la superficie de los frutos, causados por la
incidencia directa de rayos solares y temperaturas altas. Es debida a los rayos
ultravioleta, al igual que el pardeamiento del sistema vascular que se presenta en melón
Cantaloup después de la recolección. Los más afectados son los tejidos o zonas
normalmente a la sombra cuando se exponen accidentalmente al sol. La zona afectada
deja de crecer, lo que produce una deformación del fruto (Namesny, 1999).
Amarilleo del melón
El amarilleo del melón, consiste en zonas de ese color que desvalorizan el aspecto
exterior de los frutos. Es debida a la exposición directa al sol y existen diferencias
varietales de susceptibilidad (Namesny, 1999).
Agrietado
Consiste en grietas, normalmente longitudinales. Se produce por variaciones marcadas
ya sea en la humedad del suelo o del aire y existen diferencias varietales de
susceptibilidad (Namesny, 1999).
Enrejado
Se manifiesta por una necrosis de los tejidos y su origen parece asociado a
desequilibrios hídricos, al igual que la necrosis apical del tomate o de la lechuga
(Namesny, 1999).
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Juan José Martínez Moya
Sarampión
Los melones de piel lisa evidencian más esta alteración, conocida en literatura inglesa
como “measles”, manchas pequeñas, pardas, se distribuyen sobre la superficie del fruto.
La causa está en la elevada humedad del invernadero y bajo las hojas. En estas
condiciones, grupos de células de la epidermis saturadas de agua se hinchan y estallan.
Su posterior suberificación le da el aspecto de pústulas. En otras ocasiones, las manchas
son debidas a pequeñas quemaduras por tratamientos sobre la piel delicada de los frutos
jóvenes que al desarrollarse toman un aspecto rugoso y con más o menos relieve
(Cantón et al,. 1999).
Cicatriz estilar suberosa
Esta anomalía produce un desarrollo de corcho muy marcado de la cicatriz estilar. Su
incidencia no es alta y cuando se manifiesta es principalmente en variedades
andromonoicas y en los cultivos precoces, ya sea en invernadero o al aire libre. La
favorecen condiciones climáticas desfavorables, como temperaturas bajas durante la
floración y el cuajado. Existen diferencias varietales de susceptibilidad (Namesny.,
1999).
Vitrescencia
En los frutos con vitrescencia partes de la carne adquieren un aspecto vítreo y esas
zonas evolucionan ablandándose y desprendiendo olor alcohólico. Puede manifestarse
ya en campo o desarrollarse en almacenamiento. Las causas no están claras, pero parece
ligada al metabolismo de los hidratos de carbono. Parece favorecida por condiciones
edafoclimáticas desfavorables y a déficit de calcio o déficit de potasio durante el
desarrollo de los frutos. Existen diferencias varietales de susceptibilidad: los melones
con carácter larga vida son resistentes a la enfermedad (Namesny., 1999).
Formación de sustancias alcohólicas
Los melones, como muchas plantas, producen alcoholes, un proceso asociado a la
formación de sustancias volátiles en la madurez. En algunas variedades la cantidad de
alcoholes producida puede afectar negativamente a la calidad. Las concentraciones altas
16
Juan José Martínez Moya
de estos compuestos se encuentran sólo en tejido más interno del fruto (Motomura.,
1994).
Deficiencias nutricionales
Los melones Cantaloup afectados por deficiencia de nitrógeno son pequeños, de colores
claros, de piel fina y con semillas pequeñas (Namesny., 1999)
Oxidación de la pulpa
La oxidación de la pulpa es una alteración que afecta a melones Cantaloup cultivados al
aire libre en Almería, desconocida en Francia. Se atribuye a las altas temperaturas que
debe soportar el cultivo (Namesny., 1999).
2.1.2.5. Post-recolección en melón
Condiciones optimas de conservación
Temperatura óptima
La vida de almacenamiento es hasta de 21 días a 2,2 ºC, pero la calidad sensorial puede
reducirse. Generalmente, se pueden esperar de 12 a 15 días como vida pos-cosecha
normal dentro del intervalo óptimo de temperatura. En ocasiones, durante el
almacenamiento de corto plazo o el transporte, se aplican temperaturas inferiores, pero
pueden dar lugar a daño por frío después de algunos días.
Humedad relativa óptima
Entre el 90-95%; la humedad relativa alta es esencial para maximizar la calidad poscosecha y prevenir la desecación. La pérdida de agua puede ser significativa a través de
las áreas dañadas o maltratadas a través de la redecilla del fruto. Los periodos
prolongados en humedades superiores al intervalo óptimo o la condensación puede
estimular el crecimiento de mohos en la superficie o en la cicatriz del pedúnculo.
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Juan José Martínez Moya
2.2 El uso de los biofertilizantes en la agricultura
El uso de biofertilizantes en la agricultura.
Un biofertilizante es una sustancia que contiene microorganismos vivos, los cuales,
cuando se aplican a semillas, superficies de plantas o suelos, colonizan la rizosfera o el
interior de la planta, y promueven el crecimiento al incrementar el suministro o la
disponibilidad de nutrientes primarios a la planta huésped. Esta definición separa a los
biofertilizantes de los fertilizantes orgánicos. Estos últimos contienen compuestos
orgánicos, los cuales, sea directamente o por descomposición, incrementan la fertilidad
del suelo. Asimismo, el término biofertilizante no debe ser usado de forma
intercambiada con los términos abono verde, abono, intercultivo, o fertilizante químico
con suplemento orgánico (Vessey, 2003).
Ciertos microorganismos del suelo pueden incrementar la disponibilidad de nutrientes
para las plantas, otros producen compuestos como vitaminas, hormonas y antibióticos
que contribuyen a la salud vegetal y a la obtención de altos rendimientos. El hombre
con el desarrollo tecnológico aplicó métodos microbiológicos para estudiar estos
microorganismos
y utilizarlos posteriormente, bajo el nombre genérico de
biofertilizantes, en las prácticas agrícolas contemporáneas (Compagnoni, 1997; Guet,
1997). La importancia económica de los biofertilizantes ha crecido en los últimos años;
factores del mercado y el creciente predominio de una cultura de la sustentabilidad en el
desarrollo económico son los dos principales fenómenos que impulsan la producción y
el consumo de biofertilizantes en el mundo (Martínez y Ramírez, 2000). La
sostenibilidad de los sistemas agrícolas a largo plazo debe fomentar el uso y manejo
efectivo de los recursos internos de los agro ecosistemas. En este sentido, los
biofertilizantes constituyen un componente vital de los sistemas sostenibles, ya que son
un medio económicamente atractivo y aceptable de reducir los insumos externos y de
mejorar la cantidad y calidad de los recursos internos (Mejía, 1995).
En general, se puede decir que el funcionamiento de un ecosistema edáfico depende en
gran medida de la actividad microbiana del suelo, dado que los microorganismos
protagonizan diversas acciones que producen beneficios para las plantas a las que se
asocian (Kennedy y Smith, 1995; Barea, 1998; Bowen y Rovira, 1999). Entre otras
acciones, los microorganismos beneficiosos facilitan la captación de nutrientes,
producen fitohormonas que favorecen el enraizamiento, protegen a la planta frente a
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Juan José Martínez Moya
patógenos, descomponen sustancias tóxicas y mejoran la estructura del suelo (Barea,
1998).
Entre los beneficios del uso de microorganismos en la agricultura están su capacidad de
fijar nitrógeno atmosférico, la descomposición de residuos orgánicos, la desintoxicación
con plaguicidas, la supresión de enfermedades en las plantas, el aporte de nutrientes al
suelo y la producción de compuestos bioactivos como vitaminas y hormonas que
estimulan el crecimiento de las plantas (Martínez, 2002).
Mayea (1995) señala que los microorganismos utilizados como biofertilizantes tienen
un triple papel como suministradores de nutrientes, fitohormonas y antagonistas de
hongos fitopatógenos.
Entre los principales microorganismos presentes en el suelo capaces de lograr este
efecto se encuentran el hongo antagonista Trichoderma harzianum, del cual se ha
comprobado su efecto como estimulador de crecimiento en múltiples cultivos y los
hongos formadores de micorrizas arbusculares (Parets, 2002; Fernández, 1999).
Los microorganismos con efectos benéficos sobre las plantas tienen un potencial
considerable como biofertilizantes y como agentes de biocontrol. Pueden distinguirse
tres grandes grupos (Kloepperet al., 1989):
1) fijadores de nitrógeno
2) hongos micorrízicos
3) promotores del crecimiento vegetal, entre los que encontramos bacterias y hongo
2.2.1 Fijadores de nitrógeno
Existen algunas especies de microorganismos que poseen la habilidad de convertir el
nitrógeno atmosférico (N2) a amonio (NH4+) mediante la acción de la enzima
nitrogenasa. Estas especies son denominados diazótrofos y requieren de energía para
realizar su metabolismo. Dentro de los diazótrofos capaces de realizar este proceso se
encuentran los denominados fijadores de vida libre, los cuales fijan N2 atmosférico sin
la cooperación de otras formas vivas, siendo la familia Azotobacteriaceae la que agrupa
uno de los géneros más importantes utilizados en la biofertilización a diferentes
cultivos. El género Azotobacter es uno de los microorganismos utilizados como
19
Juan José Martínez Moya
biofertilizantes. Sus propiedades beneficiosas se ponen de manifiesto en una gran
variedad de hortalizas, granos y viandas (Mayea et al., 1998). Bhattacharya y
Chaudhuri(1993) afirman que es capaz de fijar de 20 a 30 kg de N/ha año, pero tanto en
Azotobacter como Azospirillum en determinadas condiciones su efecto beneficioso no
se debe solamente a la cantidad de N2 atmosférico fijado, sino a la capacidad de
producir vitaminas y sustancias estimuladoras del crecimiento (ácido indolacético, ácido
giberélico, citoquininas y vitaminas) que influyen directamente en el desarrollo vegetal
(Rodelas, 2001).
Otro grupo de microorganismos que se convierten en fijadores de N2 cuando viven en
asociaciones simbióticas con organismos superiores de vida son las bacterias
pertenecientes al género Rhizobium, las cuales establecen relaciones simbióticas con
plantas leguminosas (Bauer, 2001).
Entre los diferentes sistemas biológicos capaces de fijar N2 atmosférico, la simbiosis
Rhizobium-leguminosa constituye con la mayor cantidad aportada al ecosistema y a la
producción de alimentos. Se estima que esta puede oscilar entre 200 y 250 kg N/ ha año
(FAO, 1995), calculándose que puede alcanzar el 20% de la cantidad fijada anualmente
sobre el planeta, constituyendo la asociación más elaborada y eficiente entre plantas y
microorganismos (Burdmanet al., 1998).
2.2.2 Hongos micorrícicos
Dentro de este grupo de microorganismos beneficiosos, se encuentran los hongos
formadores de micorrizas. Las micorrizas son asociaciones mutualistas que se
establecen entre ciertos hongos del suelo y la mayoría de las plantas terrestres. Las
micorrizas se encuentran prácticamente en todos los hábitats de la tierra, desde
ecosistemas acuáticos a desiertos, en bosques tropicales, en diferentes altitudes y
latitudes (Allen, 1991).
En la naturaleza, el 95% de las plantas poseen hongos micorrícicos (Trappe, 1977).
Se reconoce de los hongos micorrícicos su capacidad para mejorar la estructura del
suelo gracias al crecimiento del micelio y la secreción de glomalinas (Faggioliet al.,
2008). Asimismo, actúan como una prolongación del sistema radicular (Peterson et al.,
2004), facilitando la adquisición de agua y nutrientes de baja movilidad como potasio
(K), zinc (Zn) y especialmente fósforo (P). Al incrementar el flujo de P a la raíz, de
20
Juan José Martínez Moya
manera indirecta se mejoran otros procesos fisiológicos en que participa este nutriente.
Por su menor diámetro, las micorrizas tienen mayor superficie de absorción que las
raíces del vegetal. Si bien utilizan P bajo las mismas formas que las plantas, tienen
mayor afinidad por P y una concentración crítica en solución más baja para lograr su
absorción (García et al., 2006).
La proliferación e importancia agronómica de las micorrizas es más relevante en suelos
deficientes de P (Covasevic et al., 1995). Ante situaciones de carencia, contribuyen con
la síntesis de proteínas de estrés en planta. El estrés conduce a la expresión diferencial
de la información genética, produciendo cambios en la síntesis de nuevas proteínas,
llamadas micorricinas, las cuales posiblemente dotan a las plantas cola capacidad de
adaptación al estrés. La respuesta agronómica en rendimiento podría estar asociada a
suelos con baja disponibilidad de P, pero no se ha visto afectada por la dosis de
fertilizante agregado (Ferraris y Couretot, 2008).
Los hongos micorrícicos necesitan oxígeno para vivir, por ello las poblaciones son muy
bajas en suelos de drenaje pobre y anegables. También en suelos salinos y/o sódicos
(Abbot y Robson, 1991). En cambio un suelo poroso y bien estructurado las favorece.
Cultivos de cobertura aumentan mucho la micorrización, lo mismo que la siembra de
maíz y sorgo, que tienen alta dependencia micorrícica e incrementan su población
(Faggiolietal., 2008). Las labranzas rompen el entramado de micelios del hongo,
destruyendo el efecto benéfico sobre la estructura del suelo (Schalamuket al., 2006).
Dosis medias de fertilizante no afectan a las micorrizas, al igual que insecticidas y
herbicidas, a dosis normales (Coyne, 1999).
Existe una gran diversidad en cuanto a morfología y fisiología de las asociaciones
micorrícicas, lo que permite reconocer varios tipos de micorrizas diferentes. Las
micorrizas que forman la mayoría de plantas de interés agrícola son las endomicorrizas,
en las cuales el hongo coloniza de forma intracelular la raíz, y dentro de éstas, las
micorrizas arbusculares (MA), que se caracterizan porque el hongo presenta, dentro de
la raíz, hifas intercelulares, arbúsculos (hifas intracelulares muy ramificadas, formadas
por divisiones dicotómicas sucesivas) y vesículas intra o intercelulares. De todos los
tipos de micorrizas, las MA son las más extendidas en la naturaleza, formando esta
asociación plantas pertenecientes al 80-90% de las familias botánicas (Honrubiaet al.,
1992). Los hongos formadores de MA, son simbiontes biotrofos obligados puesto que
21
Juan José Martínez Moya
sólo pueden completar su ciclo de vida cuando colonizan las raíces de la planta
hospedadora.
La introducción de hongos micorrícicos arbusculares en los suelos de cultivo agrícolas,
y también forestales, mejora el crecimiento y la tolerancia de las plantas frente a
problemas de salinidad y sequía (Morte et al., 2000; Morte et al. 2001; Dell’Amico et
al. 2002).
El desarrollo óptimo del cultivo del melón demanda una elevada aplicación de
fertilizantes minerales y pesticidas. El uso de dichos insumos químicos implica no solo
un costo y requerimiento energético elevados, sino que su aporte indiscriminado pudiera
provocar problemas de salinización y contaminación del manto freático. El desarrollo
vegetal puede incrementarse con la utilización de elementos biológicos que actúan de
forma coordinada en la interfase suelo-raíz, entre estos y como factores imprescindibles
se encuentran los hongos formadores de micorrizas-arbusculares (Barea et al; 1991 y
Fernández, 1999).
En el marco de una agricultura sostenible, la utilización de hongos formadores de
micorrízas-arbusculares (MA) debe ser considerada en el diseño de cualquier sistema de
producción agrícola, pues además de ser estos microsimbiontes, componentes
inseparables de los agro ecosistemas, realizan diversas funciones en su asociación con
las plantas, pues pueden constituir sustitutos biológicos de los fertilizantes minerales
(Thompson, 1991).
La utilización de las micorrizas arbusculares (MA) no implica que se pueda dejar de
fertilizar, sino que la fertilización se hace más eficiente y se puede ahorrar cantidades
importantes de fertilizantes minerales al tiempo que se logra una mayor absorción de los
nutrientes disponibles en el suelo por parte de las plantas (Tejeda,1998).
Se sabe desde hace tiempo que una correcta selección y aplicación de hongos
micorrícicos, considerados como fertilizantes biológicos o biofertilizantes, mejora la
nutrición vegetal (Smith y Read, 1997; Allen, 1992; Harley y Smith, 1983; Morte y
Honrubia, 2002), incrementa la resistencia de las plantas y, sobre todo, su capacidad de
recuperación frente a situaciones de estrés abiótico (Augé, 2001; Morte et al., 2001) y
biótico, al aumentar la resistencia de las plantas frente a patógenos (Linderman, 2000;
Borowicz, 2001).
22
Juan José Martínez Moya
En los invernaderos de Almería se hacen cultivos ecológicos desde 1994,
incrementando cada año el número de agricultores implicados y la superficie en
producción (unas 170 ha hortícolas en invernadero en el año 2006). Actualmente no
existen en el mercado variedades ecológicas adaptadas al cultivo bajo abrigo. Por ello
en los cultivos ecológicos se utilizan las mismas variedades híbridas que en los
convencionales, pero sin tratamientos químicos. Estas variedades son muy productivas
y por tanto muy exigentes en nutrientes, especialmente en la época de desarrollo y
maduración de los frutos. (González-Vizcaíno et al., 2007).
Por otra parte, el Reglamento CE2092/91 sobre Agricultura Ecológica marca una
limitación de 170 unidades fertilizantes de nitrógeno por hectárea y año. Por tanto, es
obvia la necesidad de alternativas, conforme a la normativa asociada a este tipo de
agricultura, que siendo respetuosas con el medio ambiente, optimicen el
aprovechamiento de los nutrientes disponibles por parte de la planta y mejoren la
tolerancia de éstas frente a estreses. (González-Vizcaíno et al., 2007)
Una de las estrategias agrícolas que permitirían una productividad sostenible con bajo
coste ecológico y económico es la aplicación y manejo de microorganismos
beneficiosos que estimulen el crecimiento vegetal. A este respecto la investigación
relativa al posible papel de las micorrizas arbusculares en los sistemas agrícolas tiene
especial interés, ya que se ha descrito su influencia positiva sobre el vigor y el estado
sanitario de las plantas en especies vegetales muy diversas (Azcón-Aguilar y Barea,
1997; Jeffries et al., 2003; Pozo y Azcón-Aguilar, 2007). Sin embargo, hasta ahora la
aplicación de hongos micorrícicos en los sistemas agrícolas de producción ha sido
limitada, probablemente debido a dos problemas fundamentales (Harrier y Watson,
2003):
1) Las condiciones de cultivo empleadas en las prácticas de agricultura intensiva
no favorecen el desarrollo de la simbiosis, principalmente por el abuso de fertilizantes
de síntesis.
2) No existen suficientes estudios dirigidos a adecuar las condiciones de cultivo
y compatibilizarlas con aquellas favorables para el establecimiento de los hongos
micorricícos y desarrollo de las micorrizas.
23
Juan José Martínez Moya
La agricultura ecológica, en cuanto conlleva un menor uso de fertilizantes y pesticidas,
y promueve prácticas menos agresivas de laboreo, constituye un marco más favorable
para el desarrollo de la simbiosis micorrícica y por tanto, favorece la expresión del
potencial de los hongos formadores de micorrizas como biofertilizantes (Harrier y
Watson, 2003).
2.2.3 Promotores del crecimiento vegetal
Dentro de los promotores del crecimiento vegetal podemos diferenciar dos grandes
grupos, como son los hongos y las bacterias.
2.2.3.1 Bacterias
Las bacterias PGPR o Bacterias Promotoras del Crecimiento Vegetal comenzaron a ser
aisladas, clasificadas y estudiadas hacia fines del siglo XIX. Durante el siglo XX se
profundizaron los conocimientos sobre las características morfológicas, bioquímicas,
fisiológicas y genéticas de cada uno de estos grupos bacterianos. Es a partir de fines del
siglo pasado y principios del actual siglo XXI, cuando comenzaron a evaluarse estos
microorganismos bajo condiciones extensivas de campo con el propósito de estudiar sus
efectos benéficos sobre el crecimiento y desarrollo de los cultivos (González, 2009).
Los microorganismos descubiertos y estudiados son numerosos y se sabe que quedan
muchos por aislar e investigar. No obstante, hoy se disponen de grupos bacterianos que
son capaces de proporcionar impactos productivos interesantes en cultivos como el
Maíz. Uno de éstos es el de Pseudomona ssp, y particularmente, un pequeño grupo de
cepas denominadas Pseudomonas fluorecens. Estas últimas han demostrado a través de
numerosos experimentos que son capaces de (González, 2009):
Incrementar la capacidad de solubilizar el fósforo del suelo no disponible para las
plantas. Ello se logra a través de la producción de importantes cantidades de fosfatasas y
ácidos orgánicos, desde las fracciones orgánica e inorgánica del suelo, como así
también, de aquel que es aportado por los fertilizantes fosforados.
Incrementar la producción de fitohormonas que mejoran la plasticidad de la pared
celular, promueven la elongación de las células radiculares y fundamentalmente dilatan
la senescencia del sistema radical. De esta manera se mantienen las raíces activas por
más tiempo de manera que aumentan la captación de agua y nutrientes.
24
Juan José Martínez Moya
Todas estas propiedades bacterianas son esenciales a la hora de emplear un
microorganismo por sus efectos benéficos sobre los cultivos de Maíz. Pero, al mismo
tiempo, es fundamental sumar a estas excelentes características todos los avances
tecnológicos que nos aseguran su implementación bajo condiciones extensivas de
campo (González, 2009).
Las bacterias benéficas de vida libre son usualmente denominadas rizobacterias
promotoras del crecimiento de plantas (Kumar et al., 2006). Las PGPR participan en
diversos procesos del ecosistema, que incluyen el reciclaje y solubilización de
nutrientes, establecimiento de plántulas, fijación de nitrógeno, síntesis de fitohormonas,
control de patógenos de plantas, además de ser utilizados para propósitos forestales
(Weller y Thomashow, 1993; Glick, 1995; Rodríguez y Fraga, 1999; Eloet al., 2000;
Vessey, 2003; Fuentes-Ramírez y Caballero-Mellado, 2005). Las PGPR son
componentes importantes en el agroecosistema porque no solo contribuyen en la
disponibilidad de nutrientes que promueven el crecimiento vegetal, sino también en la
degradación de moléculas orgánicas de origen vegetal y animal que son fuente de
carbono y energía (Gobatet al., 2004). Además, favorecen la tasa de germinación, el
crecimiento de las raíces, incrementa el contenido de proteínas, aumenta la tolerancia
vegetal a factores que originan estrés y también funcionan como agentes de biocontrol
(Glick, 2004; Bashan y de-Bashan, 2005).
2.2.3.2 Hongos
En este trabajo se ha evaluado la capacidad bioestimulante de Trichoderma aggressivum
por ello para conocer más sobre las características del género Trichoderma, éste se
describe en el siguiente apartado.
2.2.3.2.1 Género Trichoderma
Las especies del género Trichoderma forman parte de un grupo complejo de hongos
filamentosos clasificados como Ascomicetos pertenecientes al orden Hipocreales. Se
reproducen clonalmente mediante un ciclo de vida asexual en el que se alternan micelio
25
Juan José Martínez Moya
y esporas o conidios. El micelio se caracteriza por poseer hifas más o menos
ramificadas, tabicadas y con más de un núcleo por célula. Los conidios poseen un sólo
núcleo haploide, son ovoides, de color verde (excepcionalmente hialinos) y se forman
sobre estructuras muy ramificadas o conidióforos que a su vez se sitúan sobre células
especiales denominadas fiálides (Rosen et al., 1974). En determinadas condiciones
nutricionales o frente a la desecación se producen otro tipo de estructuras de resistencia
denominadas clamidosporas (Lewis y Papavizas, 1984).
La mayoría de las especies de Trichoderma presentan clamidosporas, las cuales pueden
ser intercalares y en ocasiones terminales. Las clamidosporas toleran condiciones
ambientales adversas, son estructuras de sobrevivencia y permiten que el hongo pueda
perdurar a través del tiempo (Stefanova et al., 1999.)
No obstante, las clamidosporas recién formadas presentan más de 75% de germinación,
bajo condiciones óptimas de humedad (> 75%) y temperatura (28-30oC).
Debido a esto se dice, que las especies de Trichoderma produce tres tipos de
propágulos: hifas, clamidosporas y conidios (Díaz, 1994).
A un número creciente de especies de Trichoderma se les ha relacionado con una fase
sexual o teleomorfo representada por especies del género Hypocrea, como por ejemplo
a Trichoderma reesei con Hypocrea jecorina, demostrándose que Trichoderma puede
representar a un grupo de derivados clónales de Hypocrea que han perdido la capacidad
de realizar ciclo sexual (Kuhls et al., 1996).
Las colonias de Trichoderma presentan crecimiento rápido, que va formando una
colonia delgada sobre la superficie del agar, debido a la conidiación que presenta a
través de su desarrollo. Las colonias al comienzo son lisas o casi transparentes y algunas
veces blancas, posteriormente se presentan penachos blancos o algodonosos de micelio
blanco conformando una red densa responsable del pigmento característico (Barnett y
Hunter, 1982). Las especies del género Trichoderma presentan conidióforos complejos
y altamente ramificados en forma piramidal o cónica dando origen a esterigmas, con
extremos ahusados. Al microscopio las fiálides se observan más estrechas en la base
que la parte superior, permitiendo una buena correlación entre el sistema de
ramificación del conidióforo y la disposición de estas (Barnett y Hunter, 1982).
La mayoría de las colonias de Trichoderma en su inicio tienen color blanco, que se
tornan a verde oscuro o amarillento, con esporulación densa. Estos terminan en fiálides
donde se forman las esporas asexuales o conidios, de gran importancia para la
26
Juan José Martínez Moya
identificación taxonómica a nivel de especies. Los conidios aseguran las generaciones
del hongo durante gran parte del período vegetativo de las plantas (Rifai M., 1969). Son
haploides y su pared está compuesta por quitina y glucanos (Harman, 2003). Además de
los conidióforos, estas se pueden producir sobre fiálides que emergen directamente del
micelio.
Trichoderma sp., es un habitante natural del suelo, caracterizado por un
comportamiento saprófito o parásito, propiedades que benefician su actividad
antagónica. Es considerado un colonizador secundario dado su frecuente aislamiento a
partir de materia orgánica en descomposición, también es aislado comúnmente a partir
de raíces de varias plantas de madera y parasitando estructuras de diferentes hongos
patógenos debido a la competencia por nutrientes y micoparasitismo (Camargo, 2005).
Las clasificaciones taxonómicas existentes se basan fundamentalmente en las
características morfológicas de las especies, que a menudo no aportan la información
suficiente para discernir unas de otras. Aunque existe un concepto general de
morfología básica de Trichoderma (crecimiento rápido, esporulación abundante,
conidios verdes y conidióforos mal definidos), éste no está establecido por completo,
existiendo una intergradación con otros géneros hifomicetos. Rifai (1969), por ejemplo,
dividió el género en nueve agregados de especies y Gams y Bissett(1998) definieron las
secciones Trichoderma, Longibrachiatum, Pachybasium e Hypocreanum. Desde
entonces y con la aplicación de diversas técnicas moleculares como cariotipos
electroforéticos, análisis de isoenzimas, análisis de polimorfismos de fragmentos de
restricción (RFLP), polimorfismos de fragmentos de ADN amplificados al azar
(RAPD), secuenciación de ADN (por ejemplo, de secuencias espaciadoras intergénicas
del ADN ribosómico o ITS), junto con técnicas bioquímicas y fisiológicas, se han ido
redefiniendo o confirmando tanto secciones completas como especies dentro del género
(Lieckfeldt et al., 1998). Por ejemplo, la inclusión en el género Trichoderma de
Gliocladium virens, uno de los hongos más citados en control biológico, ha sido
aceptada sólo después de ser determinada mediante el análisis de secuencias de ITS
(Rehner y Samuels, 1994).
27
Juan José Martínez Moya
Figura 1: Conidios y conidióforos de Trichoderma sp. (400x) v.24 n.1 La Habana ene.-abr.
2009 Consultado: 30 julio 2013
http://scielo.sld.cu/scielo.php?pid=S1010-27522009000100002&script=sci_arttext)
El género Trichoderma spp., fue introducido a la literatura en 1794 por Persoon para
clasificar cuatro especies que actualmente se consideran no relacionadas entre sí, éstas
son:
Trichoderma
viride
(Pers.:
S.F.
Gray),
Xylohiphanigresce
(Pers.),
Sporotrichumaureum (Link), y Trichoteciumroseum (Pers.). La primera delimitación
genética de Trichoderma spp., la realizó Hartz en 1871, quien enfatizó la importancia y
las características microscópicas en la delimitación del género, especialmente por la
presencia de fiálides (Bisset, 1991; Chen et al., 1999). En 1916 Waksman describió seis
cepas de Trichoderma spp., de acuerdo a la apariencia macroscópica, el tamaño, y la
forma de las fiálides. Diez años después, Abbott en 1926 al estudiar siete aislamientos
de Trichoderma spp., concluyó que eran tres especies y fueron identificadas como T.
lignorum (Harz), T. koningii (Qudem), y Trichoderma glaucum (Abbott). En 1969
Rifairealizó una revisión del género y describió 9 especies de Trichoderma spp. (Bisby,
1939; Rifai, 1969; Bisset, 1992).
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Juan José Martínez Moya
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Persoon
1974
Introduce el género Trichoderma spp., y describe a T. harzianum
(Rifai), como sinónimo de Pyreniumlignorum var. Vulgare Tode
(1790).
1829
Fries
Reduce la sinonimia de ambas especies a T. viride (Pers.: S.F.
Gray).
1871
Harz
Realiza la primera delimitación del género con base en
observaciones microscópicas de las fiálides.
Tulasne
1860
Identifica a Trichoderma spp., como Fungi Imperfecti.
Saccardo
1885
Crea el género Pachybasiumspp., para incluir a 13 especies de
Trichoderma spp., excluyendo a T. viride (Pers.: S.F. Gray).
Vuillemin
1887
Transfiere T. viride a Acrostalagmus viride (Pers.: S.F. Gray ).
Brefeld
1891
Menciona que Hvpocrea rufa es sinónimo de T. viride (Pers.: S.F.
Gray).
1902
Oudemans
identifica a T. koningii (Qudem).
y Koning
Cook
y 1911
Goddard
Reconocen diferencias entre T. koningii (Qudem.) y T. viride (Pers.:
S.F. Gray).
Taubenhaus
Oale
Primera descripción de Trichoderma spp., en el suelo. Qudemans
1912-
Describe a T. koningii (Qudem.), T. lignorum (Harz), y T. álbum
1914
(Alb.).
1913
Describe a T. nigrovirens (Goddard).
29
Juan José Martínez Moya
Waksman
1916
Reporta 5 cepas de Trichoderma spp., en el suelo.
Abbott
1926
Describe 4 especies, incluyendo a Trichoderma lignorum(Lig.), T.
koningii (Qudem) y T. glaucum (Abbott).
Gilman
y 1927
Construyen una clave para identificar las especies de Trichoderm
spp.
Abbott
1937
Beach
Realiza el primer reporte de Trichoderma spp., y los síntomas que
provoca como enfermedad del champiñón.
1939
Bisby
Al estudiar numerosas colecciones y cepas identificadas como
Trichoderma spp., concluye que el género es monotípico (cuando un
género se establece con una sola especie) y menciona que Hypocrea
gelatinosa es en realidad Trichoderma viride (Pers.: S.F. Gray).
Rifai
y 1966
Demostraron que la nomenclatura de Bisby era errónea al examinar
las diferencias entre H. rufa (Pers.), H. aeuroviride (Rifai), H.
Webster
vinosa (Cooke), y otras especies de Hypocrea spp., no mencionadas.
1969
Rifai
Hace una revisión del género Trichoderma spp., ofrece una clave de
identificación
de
9
especies
describiéndolas
ampliamente.
Actualmente es la clave más aceptada.
Bissett
1984-
Realiza una amplia descripción de T. atroviride (Bissett), sugiriendo
1992
que la descripción original realizada por Karsten (1892) debe ser
modificada y ampliada de acuerdo a las nuevas técnicas disponibles
(la microscopia electrónica y la genética molecular).
Doyle,
1991-
Diferenciaron cuatro formas biológicas de T. harzianum(Rifai), Th1,
Seaby,
2000
Th2, Th3 y Th4.
2004
Identifica a T. aggressivum f. aggressivum (Samuels&W. Gams), en
Chen,
Castle
y
Hermosa.
Sobal M.
la planta de Hongos México.
Tabla 2: Resumen histórico taxonómico del género Trichoderma spp. (Bisby, 1939; Rifai,
1969; Bissett, 1991; 1992; Fletcher, 1987; Doyle, 1991; Seaby, 1987; Castle et al., 1998;
Chen et al., 1999; Sharma et al., 1999; Hermosa, 2000; Sobal, 2007).
30
Juan José Martínez Moya
2.2.3.2.1.1- Características ecológicas de Trichoderma.
Las características ecológicas de los hongos pertenecientes a este género los hacen
especialmente adecuados para su aplicación como agentes de control biológico de
enfermedades producidas por hongos. Las especies de Trichoderma son ubicuas, se
hallan ampliamente distribuidas tanto geográficamente como en distintos tipos de suelo,
siendo predominantes en hábitats donde abundan restos vegetales y madera en
descomposición. Son hongos saprofitos, con la excepción de algunas especies que
además son micoparásitas. Poseen una gran capacidad de colonización de distintos
ambientes debido a que crecen muy rápidamente, tienen pocos requerimientos
nutricionales y sobreviven en condiciones muy adversas (Papavizas, 1985).
Una de las características más interesantes de las cepas de Trichoderma es que tienen
una capacidad metabólica muy diversa. Las especies de este género son capaces de
transformar una amplia variedad de materia orgánica de origen natural y xenobiótico
mediante la producción de gran cantidad de enzimas extracelulares que degradan
distintos tipos de polímeros, entre ellos polisacáridos como la celulosa, la quitina, la
laminarina, la pectina, el almidón y el xilano. Esto lo convierte, como veremos más
adelante, en un microorganismo de gran interés biotecnológico (Buchert et al., 1998;
Galante et al., 1998) y medioambiental (Espósito y da Silva, 1998).
Sin embargo, los mecanismos mediante los cuales se produce este efecto permanecen
aún sin identificar. Uno de ellos podría ser la capacidad de Trichoderma desolubilizar
metales, como el zinc, el manganeso, el hierro o el cobre, convirtiéndolos así en
nutrientes asimilables por las plantas (Altomare et al., 1999). Otro efecto indirecto
podría ser la eliminación de la rizosfera de patógenos de menor incidencia, como es el
caso de Pythium, sin los cuales las plantas alcanzarían su máximo potencial de
desarrollo (Harman et al., 1989). Aún así, en experimentos de laboratorio en los que
sólo están presentes Trichoderma y la planta a ensayar, también se produce el estímulo
del crecimiento. Existen evidencias de que hay factores difusibles, aún no identificados,
que intervienen en el desencadenamiento de la respuesta de la planta, dado que
experimentos en los que los dos organismos, planta y hongo, se separan mediante una
membrana de celofán dan resultados similares (Windham et al., 1986). Una hipótesis
más reciente propone que Trichoderma es capaz de limitar e incluso revertir el efecto
del daño oxidativo en la raíz (Björkman et al., 1998).
31
Juan José Martínez Moya
Producto comercial
BIO 16-TRICOFAG
Dosis
Trichoderma harzianum
Sust inertes o mezclas: 250
mL/m3
Semilleros, plantas pequeñas:
250 mL/1000 m2
Frutales, vid, ornamentales: 5-10
mL/planta
Cultivos establecidos en campo:
3-5 L/ha
Césped y jardines: 2 L/ha
TRIANUM -P
Trichoderma harzianum T-22
Semillero: 1 g/m2
Campo: 3 g/m2
TRIANUM-G
Trichoderma harzianum T-22
Sustrato (primera inoculación):
750 g/m3 de sustrato
BIOPONIC MIX
Trichoderma
TRICHOTROPICO
Trichoderma
Solución nutritiva: 10 g/100 L
harzianum
Trichoderma koningii
y
Control de enfermedades: 7501000 g/ha
reinoculacionesg/ha: 500-750
TRICHOAGRO W.P
Trichoderma harzianum
Semilla: 2 g/kg de semilla
Semilleros: 1-2 g/L agua, y 3060 días después
En melón 15 días después de
germinación
PRQTECTOR
Trichoderma harzianum
Semillero, almácigos y cultivos:
1-2 g/L de agua
Flores: 0,5-0,8 g/m2
AKTRIVATOR
Trichoderma harzianum
250 g/m3 de sustrato
1 g/30 plantas
TRICODERMA MERISTEM
Trichoderma harzianum
Semillero 30 g/1000 plantas
(cada 10 días)
Trasplante 2% P/V
campo: 3-5 Kg/ha (cada 20 días)
Frutales: 5 g/árbol
32
Juan José Martínez Moya
Semillas: 20 g/kg semillas
TRICHO-TEC
Trichoderma harzianum
Semillero :30 g/1000 plantas (o
m2)
Trasplante: 2% P/V inmersión
de raíces 15-20 min.
Campo: 3,5 Kg/ha en riego
Frutales: 5 g/árbol
Césped y jardinería: 2-4 kg/ha
primavera
TRICHO-NOVA
Trichoderma
hamatum
y
Trichoderma koningii
Semillero: 10-20 g/1000 pl en
hojas verdaderas
Fertirriego: 2-4 kg/ha en el ciclo.
150-200 g/ha
TRICHO-CAN
Trichoderma hamatum y
Semillero: 10-20 g/1000 pl
Trichoderma longibrachiatum.
Fertirriego: 2-4 kg/ha en el ciclo.
150-200 g/ha
TRIFENDER
Trichoderma asperellum
0,5-1,5 kg/ha, en 400 L/ha de
agua
TRICHODERMA
Trichoderma
harzianum
HARZIANUM
IAB/TH/01
TRIDERMA
Trichoderma asperellum
Pone que consultar fabricante
50 g/ha (es correcto el dato, 50)
Semillero: 0,25 g/L 2-3 días
antes de siembra
Semilla: 50 g/ha
TRICHO PHIT
Trichoderma Harzianum
1 g/planta
BIOPACIFIC
1 Kg/m2
Trichoderma viride
Arroz: 1 L- 1 kg/ha
TRICHO DRY
Trichoderma atroviride
Semillero: 1 kg/m3
TRICHO FLOW
Trichoderma atroviride
Semillero: 250 g/100 L agua
TRIFESOL
TRICHOP
33
Juan José Martínez Moya
TRICHO SPRAY
Trichoderma atroviride
VINEVAX
Trichoderma harzianum
100 g/100 L de agua
TRICHO BUILD
Trichoderma harzianum
TRICHOPEL
Semillas pequeñas: 5-10 kg/ha
Semillas grandes y bulbos: 1025 kg/ha
Semilleros: 1 kg/100 m2
Árboles y vid: 5-25 g/planta
SENTINEL
Trichoderma atroviride
200 g/ha
UNITE
Trichoderma atroviride
500 g/1000 L 750 g/ha
TENET
Trichoderma atroviride LC52
25-50 kg/ha
LETTUCEMATE
Trichoderma hamatum
2 Kg/m3 de sustrato
1 g/L en el último riego antes de
trasplante
PLANTMATE
Trichoderma atroviride
ONIONMATE
Trichoderma atrovir
NICODERMA
Trichoderma Viride
1-10 kg/ha,
4 kg/ha mezclado con Mat.
orgánica
NUTRI-LIFE
TRICHO-
SHIELD
Trichoderma
harzianum,
Inmersión de plántulas: 5 g/L
Trichoderma lignorum
semillas: 5 g/Kg semillas
andTrichoderma koningii
Esquejes: 10 g/L (mantenerlos
15 min.)
Turba: 5-10 g/m3
DRH CI
Plantas: 100 g/ha
5-20 g (25-100 millones de
esporas/m2)
TRI – D25
Trichoderma
koningii
y
Plántulas: 100gr of TRI-D25 per
34
Juan José Martínez Moya
Trichoderma harzianum
400sqm
Trichoderma viride
Cultivo: 1 jg/ha
SANJEEVANI
Trichoderma harzianum
ECO - T
Trichoderma harzianum strain
5-75 g/ha,
B77.
ECO - 77
Trichoderma Viride
0,5 g/L
TRICHODERMA VIRIDE
TRICHOFLOW
Trichoderma viride
TRIXHOPEL
2 kg/50 L agua
GMAX TRICON
5 kg/100 kg mat orgánica
GMAX TRICON H
Trichoderma harzianum
2 kg/50 L agua
5 kg/100 kg mat orgánica
SARDAR ECO GREEN
Trichoderma harzianum
Semillas: 5-10 g/kg
cultivos: 2,5 kg /ha
TRICHODERMA, ORGANIC
FERTILIZER
NIPROT
Trichoderma
viride
ó
Trichoderma harzianum
Semilleros: 5 g/m2/L de agua
1-2 kg en 100 kg de mat
orgánica 15 días
BINAB T
Trichoderma
harzianum
Heridas de poda: 5-17 g/L
(=viridae)
Patógenos el suelo: 50-100 g/m3
y Trichoderma polysporum
de suelo
Hortalizas y ornamentales: 0,10,2 g/planta
PLANTSHIELD
Trichoderma harzianum T22
100 g/450 L
ROOTSHIELD
Trichoderma harzianum T22
ROOTSHIELD
Trichoderma harzianum KRL-
Suelo: 10-12 kg/ha
AG2
Semillero: 5-25 g/m3
35
Juan José Martínez Moya
AVANCED ROOTSHIELD
Trichoderma harzianum
Suelo: 20 mL/ha
Foliar: 20-30 mL/ha
Ornamentales y árboles: 15-50
g/planta
TRICHOMIC +
5 cepas
Semilleros: 500 mL/m3 sustrato
Hortícolas y árboles: 5-7 L/ha
BIOTRICH
Trichoderma harzianum
Hortícolas: 3-5 kg/ha
Árboles: 4-7
MOO56
Trichoderma harzianum
Turba: 5 L/m3
Plantas: 300 mL/1000 plantas
TRICHONATIVA
Trichoderma
harzianum
Trichoderma
+
virens
100 mL/100 L de agua
1,5 L/ha
Trichoderma parceanamosum
TRICHODERMUS
Trichoderma harzianum
1 g/L
TRICHODERMA SP
Trichoderma sp
1-2 L/ha
PHC T – 22
Trichoderma harzianum T-22
0,7-.5 kg /ha
PHC BIOPAK - F
Trichoderma harzianum T-22,
2,5 g /L agua
Streptomyces, Algas…
Tabla 3: Productos basados en Trichoderma registrados y comercializados como agentes
de control biológico. (Vademecum, 2013)
Según el Ministerio de Medio Ambiente y Medio Rural y Marino, las especies de
Trichoderma registradas como productos fitosanitarios son (MARM, 2013):
Nombre comercial
Composición
Bioten
TRICHODERMA
ASPERELLUM
(CEPA ICC012) 2% (5 X 10 E7 UFC/G)
+ TRICHODERMA GAMSII
36
Juan José Martínez Moya
(CEPA ICC080) 2% (5 X 10 E7 UFC/G)
[WP] P/P
TRICHODERMA HARZIANUM 0,5%
Tusal
(1X10E8 UFC/G) + TRICHODERMA
VIRIDE 0,5% (1X10E8
UFC/G) [WG] P/P
Tabla 4: Trichoderma registrados y comercializados como agentes de control biológico
según MAGRAMA.2013
• Trichoderma asperellum (cepa ICC 012) + Trichoderma gamsii (cepa ICC080),
cuyo nombre comercial es Bioten y nº de registro 25234.
• Trichoderma harzianum + Trichoderma viride, cuyo nombre comercial es Tusal
y nº de registro 24244.
2.3. Trichoderma como biofertilizante.
Se ha encontrado que algunas especies de Trichoderma, especialmente T.harzianum
tienen el potencial de aumentar el crecimiento y desarrollo de las plantas; esto parece
deberse a la inhibición de patógenos menores y a la producción de factores que
estimulan el crecimiento de la planta y favorecen la toma de nutrientes (Widham etal.,
1986; Chang et al., 1986; Chet, 1987).El género Trichoderma es un excelente modelo
para ser estudiado debido a su fácil aislamiento y cultivo, rápido desarrollo en varios
sustratos y por su condición de controlador biológico de una amplia gama de
fitopatógenos (Fernández, 2001).
Rara vez se ha asociado a Trichoderma con enfermedades de plantas, sino que, al
contrario, se considera un organismo beneficioso para las mismas. La promoción del
crecimiento vegetal por parte de Trichoderma es un fenómeno que se ha observado en
varios tipos de cultivos (Harman et al., 1989; Lindsey y Baker, 1967). Este fenómeno se
manifiesta como una potenciación de la germinación de las semillas, una floración más
abundante y temprana y aumentos de altura y peso de las plantas (Chang y Baker,
1986).
37
Juan José Martínez Moya
Las diferentes especies de Trichoderma se caracterizan por tener un crecimiento
micelial rápido y una abundante producción de esporas que ayuda a la colonización de
diversos sustratos y del suelo. Así mismo pueden producir enzimas extracelulares,
antibióticos antifúngicos, pueden ser competidores contra hongos patógenos, promover
el crecimiento en plantas, e inducir resistencia (Zimand et al., 1996). Además compiten
muy bien por nutrientes, son micoparásitos muy activos y son competidoras muy
eficientes dela rizosfera (Papavizas, 1985; Ahmad y Baker, 1987).
La habilidad para desarrollarse sobre amplios rangos de condiciones externas de pH es
un importante componente del complejo conjunto de características que Trichoderma
,mejor adaptado a suelos ácidos, encuentra durante esta interacción con otros
organismos(Benítez et al., 2004).
Las cepas de Trichoderma están siempre asociadas con raíces de plantas y ecosistemas
de raíces. Algunos autores han definido las cepas de Trichoderma como plantas
simbiontes oportunistas, organismos virulentos, capaces de colonizar raíces de plantas
por mecanismos similares a los de los hongos micorrizales y producir compuestos que
estimulan el crecimiento como citoquininas, zeatinas y giberelinas (GA3) o relacionadas
con GA3; así como promover mecanismos de defensa en plantas (Harman et al., 2004).
La colonización implica la habilidad para adherirse y reconocer raíces, penetrar y
resistir metabolitos tóxicos producidos en respuesta a la invasión de organismo
extraños, sean o no patógenos (Benítez et al., 2004). Así mismo Trichoderma
frecuentemente incrementa el crecimiento de raíces y su desarrollo, productividad del
cultivo, resistencia a estrés abiótico y la toma y uso de nutrientes (Arora y Elander,
1992).
El biocontrol de hongos del género Trichoderma ha desarrollado una habilidad
asombrosa para interactuar tanto de forma parasítica como simbióticamente, con
diferentes sustratos y organismos vivos, incluidas las plantas y otros microbios. Estos
hongos pueden utilizar una variada fuente de nutrientes. Están entre los microbios más
resistentes a las toxinas y productos químicos naturales o producidos por el hombre, y
pueden degradar efectivamente algunas de ellas, incluidos hidrocarburos, compuestos
clorofenólicos, polisacáridos y plaguicidas xenobióticos. Muchas cepas de Trichoderma
son fuertes invasores oportunistas, de rápido crecimiento y productoras de antibióticos
poderosos. Estas propiedades hacen a estos hongos muy exitosos ecológicamente, ya
quelas cepas se han encontrado en la agricultura, pradera nativa, bosque, ciénaga salada
y suelos desérticos de todas las zonas climáticas, así como en agua de lago, material
38
Juan José Martínez Moya
vegetal muerto, raíces vivas de virtualmente cualquier especie de planta, semillas y aire.
Trichoderma spp., se usa ampliamente en la agricultura y la industria. Esto es posible
porque los propágulos de Trichoderma pueden producirse con bajo costo y en grandes
cantidades, muy concentradas, en formulaciones líquida y sólida, y se conservan durante
meses. En la actualidad se pueden encontrar más de cincuenta productos diferentes a
base de Trichoderma registrados en muchos países diferentes de cinco continentes, y se
venden y aplican para proteger y mejorar el rendimiento de vegetales, ornamentales y
árboles frutales. Adicionalmente se han desarrollado métodos para modificar
genéticamente estos hongos de una manera muy precisa, lo que permite el mejoramiento
de su capacidad para segregar enzimas, matar patógenos de plantas o estimular el
crecimiento de las plantas y la resistencia a enfermedades. Estos resultados están
basados en la investigación sobre Trichoderma spp., llevada a cabo en los últimos
veinte años, en que se han descubierto las bases molecular y genética de los
mecanismos involucrados en muchos procesos biológicos útiles y beneficiosos (Lorito,
2006).
La abundancia de Trichoderma spp. en varios suelos, junto con su habilidad para
degradar varios sustratos orgánicos, su versatilidad metabólica y su resistencia a
inhibidores microbianos, sugiere que este hongo puede poseer la habilidad para
sobrevivir en varios nichos ecológicos, dependiendo de las condiciones que prevalezcan
y sobre las especies involucradas (Riegel y Nielsen, 1996).
2.3.1 Trichoderma aggressivum.
Las enfermedades más graves en el cultivo de hongos son las llamadas mohos verdes
causadas por hongos del género Trichoderma (Mamon et al. 2000) dando lugar a
enormes pérdidas de rendimiento en las plantaciones de setas.
Figura 2: Detalle de cómo afecta la
Figura 3: Detalle del corte del Champiñó Trichoderma
al casco del champiñón
39
Juan José Martínez Moya
En Europa, la forma más agresiva es una cepa designada como Th2, Trichoderma
aggressivum f. europaeum. Esta variedad es un biotipo de no-agresiva de la T.
harzianum (Williams et al. 2003) pero difiere considerablemente de ella, principalmente
por la velocidad de crecimiento del micelio (Samuels et al. 2002; Sobieralski et al.
2009).
La primera epidemia importante de moho verde apareció en Irlanda del Norte en 1985,
que fue rápidamente seguido por los posteriores brotes en varios países. Los síntomas
del moho verde aparecen como grandes manchas de estiércol convirtiendo rápidamente
en verde. Los brotes epidémicos se deben a dos variedades de la especie T.
aggressivum. Esta especie compite de manera eficiente por espacio y nutrientes,
produce enzimas extracelulares, tóxicos metabolitos secundarios y compuestos
orgánicos volátiles, que se traduce en pérdidas de cosechas drásticas. El hábitat natural
de T.aggressivum es aún desconocido. Las posibles vías de infección son el aire,
vehículos, ropa contaminada y los animales.
Las infecciones de los cultivos de hongos
debido a los miembros del género
Trichoderma han llegado a ser conocido como la "enfermedad del moho verde" (Sinden
y Hauser. 1953).
En todo el mundo el cultivo de hongos está dominado por la producción de Agaricus
bisporus (champiñón), que es seguido de Lentinula edodes (shiitake) y Pleurotus
ostreatus (seta ostra) (Chang. 1999).
Históricamente, Trichoderma viride y Trichoderma koningii fueron descritas como
causantes de las pérdidas en el cultivo de champiñones episódicamente (Sinden y
Hauser. 1953). Sinden considera el género Trichoderma como las especies que
compiten con el hongo o el indicador de compost de los pobres, asociando su presencia
a situaciones con pH ácido o residuos de azúcares solubles. Hasta los años 80, el moho
verde de setas fue considerado como el único problema, asociado principalmente con la
baja calidad del compost o de la falta de higiene, lo que podría ser gestionado
efectivamente mediante la modificación del proceso de compostaje, la mejora del
saneamiento o la intervención química (Geels et al. 1988).
Este punto de vista básicamente cambió después de las epidemias de los primeros
mohos verdes que aparecieron en las Islas Británicas durante 1985-1986 y a finales de
1990 y 1991 que causó pérdidas de alrededor de
3-4 millones (Fletcher. 1990).
40
Juan José Martínez Moya
También hubo graves pérdidas en los Países Bajos en 1994 (Geels y Rondetafel.
1997).
En la década de 1990, una enfermedad similar apareció en los cultivos de hongos en
América del Norte (Alberta, Ontario, Columbia Británica, y Pensilvania), causando
pérdidas de más de $ 30 millones (Rinker. 1993; Spillmann. 2002).
En Francia, la enfermedad fue detectada en 1997 (Mamoun et al. 2000). En España, las
primeras observaciones de las cepas de Trichoderma, mucho más agresiva que las
conocidas previamente, fueron hechas por los criadores de plantas en La Rioja durante
el invierno de 1996-1997 (García-Morras y Olivan. 1999; Hermosa et al. 1999).
Se observó posteriormente en recipientes de cultivo de la misma ciudad y al final de la
campaña de la enfermedad se extendió a los pueblos vecinos. Durante la última década,
la enfermedad Trichoderma moho verde de A. bisporus también apareció en Hungría
(Hatvani. 2007), Croacia (Hatvani et al. Sin publicar), Polonia, México y Australia.
Aunque un número de Trichoderma spp. (Por ejemplo, T. koningii, T. hamatum, T.
longibrachiatum, T. citrinoviride, T. crassum, T. spirale (Castle et al. 1998) han sido
aislados de compost de champiñón, la colonización agresiva dando lugar a brotes
epidémicos se atribuyeron inicialmente a solo T. harzianum (Doyle. 1991).
El compost de las Islas Británicas identificado como T. harzianum se han diferenciado
en tres formas biológicas (Seaby. 1987). Biotipos Th1, Th2 y Th3 se encontró que
difieren en sus tasas de crecimiento, los patrones de la esporulación y la agresividad en
la colonización de compost, con Th2 es la
forma agresiva responsables de las
epidemias de moho verde, basado en experimentos de inoculación (Fletcher. 1990;
Staunton. 1987).
El biotipo Th1 se encuentran comúnmente en los materiales de compost primarios, pero
rara vez se encuentran en bolsas de compost pasteurizado (Seaby. 1987).
Crece rápidamente (1 mm / h) a 27 ° C y la esporulación se produce en dos días después
de la exposición a la luz, creando una gran cantidad de micelio aéreo. Los tejidos
esporulados adquieren color verde similar a la espinaca. La cosecha tiene olor a malta
(Seaby. 1987). Th2 está presente predominantemente en el compost afectada, pero rara
vez en el material de abono compuesto crudo (Morris y Doyle. 1995).
41
Juan José Martínez Moya
Crece rápidamente (1 mm / h) a 27 ° C, produciendo una algodonosa capa de micelio
aéreo. La esporulación no ocurre hasta que al menos cuatro días y luego se presenta en
la zona central en verde bandas concéntricas. Th3 se encuentra en las materias primas,
pero rara vez en bolsas de afectados, bandejas o estantes, salvo en los casos donde el
polvo de los ingredientes podría haber soplado sobre la composta pasteurizada (Seaby.
1996).
Crece a un ritmo de 0.5-1 mm / h. Las colonias tienen un aspecto radial y la cultura
huele a coco. En este grupo inicial se confirmó posteriormente durante la investigación
de 81 cepas de Trichoderma aisladas de hongos abono por una serie de técnicas
moleculares, incluyendo polimorfismo de longitud de fragmentos de restricción (RFLP),
al azar amplificación de ADN polimórfico (RAPD) con seis cebadores y el análisis de
secuencias del espaciador transcrito interno 1 (ITS1) región (Clift y Shamshad. 2009).
La uniformidad genética se encontró en el caso de Th2 (Muthumeenakshi. 1994), que
apoya la hipótesis de que el agente de moho verde es a través de las islas británicas que
puede tener su origen en una única fuente, posiblemente en Irlanda del Norte (Morris et
al. 1995), que se deriva de un mutante particularmente adecuado para el crecimiento de
hongos sobre compost (Seaby. 1987). Sin embargo, la variación menor en el ADN
mitocondrial (ADNmt) pueden distinguir las cepas de los irlandeses en Gran Bretaña
(Seaby. 1994).
Esta variación genética puede ser debido a un gran número de eventos mutacionales
después de la primera mutación que permitió la colonización inicial del compost. Las
técnicas moleculares antes mencionadas fueron utilizadas más en adelante para la
caracterización molecular de cepas de Trichoderma aislado de las granjas de hongos del
Norte de América (Castle. 1985).
El grupo agresivo Th2 en las Islas Británicas se encontró que era diferente de la
observada en América del Norte (grupo Th4). Las cepas del biotipo Th4 parecían ser
genéticamente uniforme, lo que sugiere que las cepas TH4 pueden originarse a partir de
una sola fuente. La diferencia en la secuencia ITS1 fue 5 pares de bases entre biotipos
Th2 y TH4, y el análisis de secuencias ITS1 reveló que estos dos biotipos son
42
Juan José Martínez Moya
filogenéticamente muy relacionada con T. harzianum grupo de Th1 (Muthumeenakshi.
1998).
La tasa de crecimiento de la Th4 es de 0,8 mm / h, las colonias producción de micelio
aéreo y con bordes ondulados. La esporulación se produce en las bandas. Basándose en
estos resultados se llegó a la conclusión de que la enfermedad del moho verde no fue
causado por una sola cepa, la creación de la hipótesis alternativa de formas agresivas
surgió por lo menos de dos fuentes independientes (en las Islas Británicas y en
Norteamérica) por él la adaptación de las poblaciones existentes a las condiciones
ambientales de la producción de setas. Esta hipótesis explica las diferencias entre la
América del Norte y los aislamientos irlandeses y británicos. Como T. harzianum es una
especie de uso frecuente para el control biológico de hongos patógenos de plantas, han
surgido preocupaciones con respecto a la posible participación de las cepas de control
biológico en el desarrollo de moho verde de setas. Sin embargo, estudios moleculares
filogenéticos basados en análisis RAPD así como el análisis de la secuencia de la región
ITS1-5.8S ADNr-ITS2 la región reveló que, aunque aislados del molde de control
biológico y verde están estrechamente relacionadas, podrían ser claramente distinguidos
unos de otros (Royse. 2001; Hermosa. 2000), lo que sugiere que Th2 y Th4 han
evolucionado de un ancestro común reciente tanto para el control biológico y verde
biotipos relacionadas con el moho. El análisis filogenético del gen de la tubulina
apoyaban los resultados, por otra parte, los ensayos de patogenicidad también indicó
que comercial (Romaine. 1999) es de control biológico de T. harzianum cepas y los
relacionados desde el biotipo Th1 no fueron patogénicos en A. bisporus, en contraste
con TH4 aislados (Romaine. 2001; Rinker. 1998).
Basado en él diferencias moleculares entre los biotipos de tipo Th1-3, Muthumeenakshi
et al. (Muthumeenakshi. 1994) que ya se ha sugerido que podría representar tres
especies diferentes. Evidencias moleculares indican más adelante que el biotipo Th3 era
en realidad T. atroviride (Castle. 1998; Ospina-Giraldo. 1998), mientras que Th1 fue
reconocida como T. harzianum en sentido estricto. Estas dos especies se encontró que
más del comunes las especies de Trichoderma en la industria de los hongos de Australia
(Clift y Shamshad. 2009).
43
Juan José Martínez Moya
Más recientemente, los dos biotipos agresivos, Th2 y Th4 se reescribe sobre la base de
características morfológicas y los análisis filogenéticos de ITS1 el factor de elongación
de la traducción 1-alfa (TEF1) de genes como T. aggressivum f. europaeum y T.
aggressivum f. aggressivum, respectivamente (Samuels et al. 2002).
T. aggressivum f. europaeum es responsable de los problemas de moho verde en
Europa, mientras que T. aggressivum f. aggressivum se conoce como un patógeno de A.
bisporus cultivado en Canadá, EE.UU. y México.
Figura 4: Detalle al microscopio de T. aggressivum
44
Juan José Martínez Moya
3. Materiales y métodos.
3.1. Introducción.
El trabajo se ha dividido en dos fases, en cuanto a instalaciones empleadas en la
realización del mismo se refiere. Por un lado, una parte de laboratorio, para la cual se
ha empleado el laboratorio de protección vegetal de la universidad de Almería, donde
se han realizado todas las operaciones previas y posteriores al trabajo, como diseño de
los tratamientos, preparación de disoluciones, toma de datos (pesos secos y frescos de
las distintas partes de las plántulas, diámetro medio del tallo etc.). Por otro lado una
parte de campo donde se han empleado las instalaciones de un semillero comercial de la
provincia de Almería, concretamente el semillero Vitalplant S.L, que se encuentra en el
Término Municipal de San Isidro (Nijar), en este semillero se han realizado la
inoculación, así como todas las operaciones que se derivan de la producción de plántula
de melón.
En el presente estudio se ha evaluado la capacidad Trichoderma aggressivum en
plántulas de melón. De un modo más concreto se ha evaluado la influencia de los
distintos tratamientos sobre el desarrollo de:
o Sistema radicular.
o Parte aérea.
o Determinación de los distintos índices de calidad de plántulas:
Índice tallo raíz (ITR) (Iverson, 1984).
Índice de calidad de Dickson (QI) (Dickson et al., 1960).
Índice de esbeltez de Schmidt-Vogt (IE) (Schmid-Vogt, 1980).
Índice de calidad hortícola al pre-trasplante (ICHP)
Coeficiente de área foliar (CAF)
45
Juan José Martínez Moya
Área foliar específica (AFE)
Se ha realizado un ensayo con 192 semillas de melón con cinco tratamientos diferentes,
en el que cada tratamiento constaba de cuarenta plántulas. Cada bandeja consta de 96
alveolos, y cada bandeja constara de dos tratamientos. Se aplicara Trichoderma
aggressivum aplicada al sustrato a una concentración igual que la dosis comercial, 4
aislados (4 bandejas)+ 2 bandejas sin tratamiento + T1 + T2 + T3 + T4 (2 bandejas).
Tratamientos
Figura 5: Cuadro de los diferentes tratamientos
3.2. Multiplicación y preparación de inóculo.
En el ensayo se han utilizado como inoculo la cepa de Trichoderma aggressivum.
3.2.1. Preparación del medio de cultivo para la cepa Trichoderma aggressivum.
Para la inoculación con la cepa de Trichoderma aggressivum, primero se replican en el
medio de cultivo de agar-malta. Para ello se incuban, en placas de Petri, una vez que
hayan crecido en estas placas, se extrae un fragmento del medio de cultivo conteniendo
al hongo de cada placa y se introduce en una nueva placa. Se dejan crecer 8 días en el
laboratorio.
46
Juan José Martínez Moya
En la preparación de 1 L de medio de cultivo para la replicación de la cepa de
Trichoderma aggressivum se ha utilizado 17 g de agar y 17 g de extracto de malta. Una
vez pesadas estas dos cantidades se introducen ambas en una botella de vidrio y
completamos con un litro de agua destilada; seguidamente agitamos la mezcla hasta
conseguir una mezcla homogénea.A continuación, se introduce el recipiente con la
mezcla en una autoclave durante 30 minutos a 121 ºC.
3.2.2. Preparación de disoluciones y cuantificación de esporas.
Para la cuantificación del número conidias se han seguido los siguientes pasos:
1.
Las cepas de Trichoderma aggressivum, se multiplican en placas de Petri.
2.
Con una micropipeta se depositan 4 mL de agua destilada en cada placa y con
un asa de vidrio se raspa la superficie para liberar las esporas.
3.
Se vierte esa mezcla en un recipiente estéril.
4.
Se flamea un colador y se cuela la mezcla, después se pasa por un embudo con
papel de filtro, para dejar pasar solamente las conidias.
5. Para proceder a la cuantificación de las conidias primero se diluye la mezcla con
agua destilada en un vial, ya que la concentración inicial de conidias es muy
elevada y no se pueden cuantificar. A continuación se moja una micro pipeta en
Tween 20 para disminuir la tensión superficial y se sumerge en el vial, se cierra
y mantiene 1 h en agitación continúa en un agitador orbital. Se toma con la
micropipeta un poco de mezcla del vial y por último se deposita en el
hematocímetro, en el cual se ha puesto un cubreobjetos encima. Con la ayuda de
un microscopio óptico se procede a la cuantificación de conidias.
Una vez contadas las esporas y conociendo las medidas anteriormente descritas,
mediante la siguiente fórmula se obtiene la concentración de esporas.
o Fórmula de valoración (válida universalmente):
47
Juan José Martínez Moya
Calculada la concentración inicial de las dos cepas de Trichoderma sp., éstas se diluyen,
hasta alcanzar la concentración deseada.
3.3. Inoculación en semillero.
Una vez preparadas todas las disoluciones en laboratorio, se ha procedido a la
inoculación manual directa en semillero. El volumen de disolución total para cada
alveolo es de 10 mL, variando la concentración de conidias por plántula según el
tratamiento.
Figura 5: Preparación inoculo en semillero
• Metodología empleada en el proceso de inoculación:
1. Las bandejas de turba donde posteriormente serian plantadas de melón, las
suministró el semillero preparadas para proceder a la inoculación.
2. Manualmente se ha procedido al vertido del inoculo en una bandeja junto
con el sustrato, donde se mezcló.
48
Juan José Martínez Moya
3. Una vez que se encuentra la concentración de inoculo deseada en el sustrato,
las bandejas, se fueron rellenando, manualmente para dejar las bandejas
preparadas para plantar.
4. Seguidamente se fueron plantando las semillas en cada uno de los alveolos,
donde dejamos crecer la planta en el vivero unos 30 días.
3.4. Evaluación del estado y calidad de las plántulas.
Las plántulas han permanecido en las instalaciones del semillero durante 30 días
después de la inoculación y antes de la toma y recogida de datos de las mismas, en
condiciones ambientales y cuidados propios para la producción de este tipo de cultivo.
Estas condiciones no han sido reveladas para la realización del presente estudio ya que
son propiedad del semillero.
En las medidas realizadas en él cálculo de la calidad pre-trasplante de las plántulas de
melón, no se han visto afectadas todas la plántulas, si no que tomamos diez plantas al
azar de cada repetición.
De cada uno de las cuarenta plantas de cada tratamiento analizaremos los siguientes
parámetros:
• Longitud de la plantas (cm).
• Número de hojas.
• Calibre (mm).
• Peso seco de la raíz (gr).
• Peso seco del tallo (gr).
• Peso seco de las hojas (gr).
• Área foliar (cm2).
Con todos estos parámetros se procederán a la evaluación y cálculo de la calidad pretrasplante de las plántulas en los distintos tratamientos, para ello se calcularan los
diferentes índices:
49
Juan José Martínez Moya
Índice tallo raíz (ITR) (Iverson, 1984).
Indica que la mejor calidad de una planta se obtiene cuando la parte aérea es
relativamente pequeña y la raíz es grande, lo que puede garantizar una mayor
supervivencia ya que se evita que la transpiración exceda la capacidad de absorción
(May, 1984).
Índice de esbeltez de Schmidt-Vogt (IE) (Schmidt- Vogt, 1980)
Relaciona la resistencia de la planta con la capacidad fotosintética de la misma. Valores altos
de este índice serán indicativos de una planta más robusta y con menos probabilidad de daño
de algún tipo en el trasplante (Toral, 1997).
Índice de calidad de Dickson (QI) (Dickson et al., 1960)
Combina la información de los dos índices anteriores y los ajusta por el efecto del
tamaño de la planta, por lo que un aumento en el índice representa a plantas de mejor
calidad, lo cual implica que, por una parte, el desarrollo de la planta es grande y que, al
mismo tiempo, las fracciones aérea y radical están equilibradas (Oliet, 2000).
50
Juan José Martínez Moya
Área foliar específica (AFE).
Es el cociente entre el área foliar (cm2) y la materia seca de las hojas (g). Según Masson
et al., (1991) valores bajos de este índice, implica la existencia de plantas que resisten
mejor el choque del trasplante.
Coeficiente de área foliar (CAF).
Es el cociente entre el área foliar (cm2) y la materia seca total (g). Masson et al., (1991),
recomiendan la utilización del AFE para calcular la calidad pre-trasplante.
Índice de calidad hortícola al pre-trasplante (ICPH).
Éste índice intenta compilar toda la información que relaciona los parámetros deseados
o buscados en plántulas al pre-trasplante dedicadas a la producción hortícola en
intensivo.
51
Juan José Martínez Moya
3.4.1. Metodología empleada en la realización de las medidas.
Figura 6: Despiece previamente de las plantas de melón
1. Medida de la longitud total.
Se ha considerado como longitud total de las plántulas a la distancia comprendida entre
la parte superior del sustrato y ápice de la plántula a través de una cinta métrica.
2. Medida del diámetro del tallo.
Se ha considerado como valor del diámetro del tallo, a la media aritmética de dos
medidas realizadas de forma decusada, en primer lugar paralela al cotiledón, y en
segundo lugar perpendicular al mismo cotiledón. La medida se ha realizado con un
calibre, con una precisión en la medida de ±1mm.
Figura 7: Medida del calibre de las plantas de melón
52
Juan José Martínez Moya
3. Medida área foliar.
El área foliar se ha calculado con un programa informático (WinDIAS 3.1.lnk) para
ello ha sido preciso escanear las hojas en un escáner convencional. Se ha considerado
área foliar a la suma limbo más el peciolo.
Figura 8: Preparando las plantas para medición del área foliar
4. Cuantificación del número de hojas.
Para la cuantificación del número de hojas se ha prestado especial atención a la
distinción entre hojas verdaderas y cotiledones. Las plántulas de melón tienen dos
cotiledones.
5. Cálculo del peso seco de cada una de las partes de las plántulas.
Después de haber realizado las medidas, se introducen las raíces, los tallos y las partes
aéreas, por separado y perfectamente identificadas en una estufa a 70 °C durante 48
horas, para posteriormente proceder al pesado de cada una de estas partes en una
balanza de precisión ± 0,01 g, para obtener el valor de la materia seca total por plántula
y de sus distintas partes.
53
Juan José Martínez Moya
Figura 9: Preparando raíz para secado
Figura 10: Pesando la raíz
3.4.2. Análisis estadístico de los datos obtenidos.
Con los parámetros registrados se ha realizado un análisis estadístico de comparación de
la medías (ANOVA LSD 95% y test de rango múltiple) con el programa estadístico
Statgraphic Centurion. Además, se han calculado distintos índices de estimación de la
calidad de plántulas.
54
Juan José Martínez Moya
4. Resultados y discusión.
4.1. Introducción
En este estudio se ha evaluado si Trichoderma aggressivum actúa en el cultivo del
melón como agente de control biológico.
Para comprobar que Trichodema aggressivum aplicado en sustrato promueve el
desarrollo de plantas de melón haremos una comparativa con Trichoderma aggressivum
en aplicación foliar en plantas de melón. De esta forma podremos saber que modo de
aplicación es más eficaz para su posterior uso en plántulas de semillero, ya que la
práctica habitual en semillero es aplicarlo mediante pulverización.
Las investigaciones han mostrado que con la aplicación de Trichoderma spp., en plantas
de diferentes cultivos son generalmente más vigorosas, con mayor peso húmedo y seco
y mejor desarrollo del sistema radical (Donoso et al. 2008; Torres et al. 2008; Lo et
al.1997; Windham et al. 1986).
Los diferentes tratamientos evaluados durante el ensayo de Trichoderma aggressivum
aplicado en sustrato son los siguientes:
TO: Tratamiento testigo, sin incorporación de Trichoderma.
T1: T. aggressivum cepa1 aplicada a 2,5x105 conidias x ml-1.
T2: T. aggressivum cepa2 aplicada a 2,5x105 conidias x ml-1.
T3: T. aggressivum cepa3 aplicada a 2,5x105 conidias x ml-1.
T4: T. aggressivum cepa4 aplicada a 2,5x105 conidias x ml-1.
55
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4.2. Medidas de cada uno de los parámetros estudiados.
4.2.1. Longitud del tallo.
A continuación, se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en el desarrollo del tallo.
Figura 11: Longitud media del tallo de las plantas de melón (cm), inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To). (KruskalWallis, LSD 99%).
La longitud media del tallo (Figura 10), ha obtenido el mayor valor en el tratamiento To
(testigo), siendo equiparable a T1, mientras que el tratamiento T4 es en el que se obtiene
un menor valor de longitud existiendo así grandes diferencias significativas según
(Kruskal-Wallis, LSD 99%), a diferencia del resto de tratamientos.
56
Juan José Martínez Moya
4.2.2. Número de hojas
A continuación se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en el número de hojas.
Figura 12: Número medio de hojas de las plantas de melón, inoculadas con las distintas
cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To). (Kruskal-Wallis,
LSD 99%).
En los resultados obtenidos (Figura 11), todos los tratamientos obtienen un número
parecido de hojas con respecto al testigo.
En este caso sí que se muestran diferencias significativas estadísticamente según
(Kruskal-Wallis, LSD 99%), resaltando las del tratamiento T3 en la que se obtiene un
mayor número de hojas respecto a las demás.
57
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4.2.3. Diámetro
A continuación se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en el diámetro del tallo.
Figura 13: Diámetro medio del tallo de las plantas de melón (mm), inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To). (ANOVA,
LSD 95%).
En los resultados obtenidos sobre el calibre (Figura 12), no hemos podido encontrar
ninguna diferencia significativa estadísticamente según (ANOVA, LSD 95%), por lo cual,
todos los tratamientos tuvieron un calibre similar.
58
Juan José Martínez Moya
4.2.4. Peso seco raíz.
A continuación se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en el peso seco de la raíz.
Figura 14: Peso seco medio de la raíz de las plantas de melón (g), inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To). (KruskalWallis, LSD 99%).
En los resultados obtenidos (Figura 13) en este parámetro estudiado existen diferencias
significativas estadísticamente según (Kruskal-Wallis, LSD 99%), entre todos los
tratamientos, y el testigo que ha tenido el mayor valor de peso seco. Esto podría indicar
que las cepas de Trichoderma disminuyen el peso seco de la raíz.
Por regla general, todos los tratamientos tienen pesos secos de las raíces parecidos a
diferencia de T4 y T3.
59
Juan José Martínez Moya
4.2.5. Peso seco parte aérea.
A continuación se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en peso seco en la parte aérea.
Figura 15: Peso seco medio de la parte aérea de las plantas de melón (g), inoculadas con
las distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(Kruskal-Wallis, LSD 99%).
Tras los resultados obtenidos en la (Figura 14) tan sólo podemos resaltar que el peso
seco de la parte aérea de T1 fue superior al testigo. El resto de tratamientos se asemejan
bastante al valor del testigo, con estos resultados a pesar de que haya diferencias
significativas según (Kruskal-Wallis, LSD 99%), no podemos concluir que T1 pueda ser
un resultado significativo ya que se aproximan al resultado de T2 y T4.
60
Juan José Martínez Moya
4.2.6. Peso seco tallo.
A continuación se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en el peso seco del tallo.
Figura 16: Peso seco medio de los tallos de las plantas de melón (g), inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To). (KruskalWallis, LSD 99%).
En los resultados obtenidos (Figura 15) tampoco existen diferencias significativas
estadísticamente según (Kruskal-Wallis, LSD 99%), al igual que en el calibre podemos
afirmar que todos los tratamientos, incluido el testigo, tienen un comportamiento
similar.
61
Juan José Martínez Moya
4.2.7. Peso seco hoja.
A continuación, se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en el peso seco de la hoja.
Figura 17: Peso seco medio de las hojas de las plantas de melón (g), inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To). (KruskalWallis, LSD 99%).
Los resultados obtenidos (Figura 16), podemos observar que el valor más alto es
el del tratamiento T1, cabe destacar que los valores superan los del testigo a pesar de
que éste tuviera un mayor número de hojas.
Como podemos ver en el gráfico sí que existen diferencias significativas según
(Kruskal-Wallis, LSD 99%) entre los tratamientos T3, T4 y el testigo, respecto a T1.
62
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4.2.8. Peso seco total
A continuación se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en el peso seco total de la planta.
Figura 18: Peso seco total de las plantas de melón (mm), inoculadas con las distintas cepas
de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To). (ANOVA, LSD 95%).
En los resultados obtenidos (Figura 17) tampoco existen diferencias significativas
estadísticamente según (Kruskal-Wallis, LSD 99%), al igual que en el calibre y en el
peso seco del tallo, por lo tanto, podemos afirmar que todos los tratamientos, incluido el
testigo, tienen un comportamiento similar.
63
Juan José Martínez Moya
4.2.9. Área foliar
A continuación se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en el desarrollo del área foliar.
Figura 19: Área foliar media de las plantas de melón (cm2), inoculadas con las distintas
cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To). (Kruskal-Wallis,
LSD 99%).
En los resultados obtenidos (Figura 18) podemos ver que el área foliar del
tratamiento T3 supera al resto de los demás. Este resultado obtiene un valor
significativo respecto al testigo, demostrando que dicho tratamiento provoca un
aumento foliar importante. En este parámetro también existen grandes diferencias
significativas estadísticamente según (Kruskal-Wallis, LSD 99%), sobre todo en el
tratamiento T3.
64
Juan José Martínez Moya
4.2.10. Índice de esbeltez de Schmidt-Vogt (IE) (Schmidt- Vogt, 1980).
A continuación se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en el índice de esbeltez de Schmidt-Vogt.
Figura 20: Índice de esbeltez (IE) de las plantas de melón, inoculadas con las distintas
cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To). (Kruskal-Wallis,
LSD 99%).
El índice de Esbeltez relaciona la resistencia de la planta con la capacidad fotosintética
de la misma. Valores altos de este índice serán indicativos de una planta más robusta y
con menos probabilidad de daño de algún tipo en el trasplante (Toral, 1997).
En los resultados obtenidos (Figura 19) no existen grandes diferencias significativas
estadísticamente según (Kruskal-Wallis, LSD 99%), aunque cabe diferenciar que los
valores de todos los tratamientos son mayores que los valores del testigo a diferencia
del tratamiento T4 que son prácticamente iguales, teniendo así estos menos probabilidad
de daño a la hora de su trasplante.
65
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4.2.11. Índice tallo raíz (ITR) (Iverson, 1984)
A continuación se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en el índice tallo de raíz.
Figura 21: Índice de tallo raíz (ITR) de las plantas de melón, inoculadas con las distintas
cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To). (Kruskal-Wallis,
LSD 99%).
El Índice tallo raíz indica que la mejor calidad de una planta se obtiene cuando la parte
aérea es relativamente pequeña y la raíz es grande, lo que puede garantizar una mayor
supervivencia ya que se evita que la transpiración exceda la capacidad de absorción
(May. 1984). Según esto podemos decir que los mejores valores de calidad para el
(ITR), son valores bajos, que en este caso se alcanzan en el tratamiento T2 a diferencia
del testigo que es el que peor ITR ha obtenido.
En los resultados obtenidos (Figura 20) si que existen diferencias significativas
estadísticamente según (Kruskal-Wallis, LSD 99%), en lo cuales, nos demuestran que
los tratamientos han sido negativos ya que todos superan el ITR del testigo.
66
Juan José Martínez Moya
4.2.12. Índice de calidad de Dickson (QI) (Dickson et al., 1960)
A continuación se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en el índice de calidad de Dickson.
Figura 22: Índice de calidad de Dickson (QI) de las plantas de melón, inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(Kruskal-Wallis, LSD 99%).
Los resultados obtenidos (Figura 21), en el caso de este parámetro es que combina la
información de los dos índices de Esbeltez y el índice de tallo y raíz y los ajusta por el
efecto del tamaño de la planta, por lo que un aumento en el índice representa a plantas
de mejor calidad, lo cual implica que, por una parte, el desarrollo de la planta es grande
y que, al mismo tiempo, las fracciones aérea y radical están equilibradas (Oliet, 2000).
Como podemos observar en la figura 21 tan solo existen diferencias
significativas estadísticamente según Kruskal-Wallis, LSD 99%, entre el testigo y el T1
respecto al T2, el cuál demuestra mejorar la calidad respecto al testigo.
67
Juan José Martínez Moya
4.2.13. Área foliar específica (AFE)
A continuación se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en el desarrollo del área foliar específica.
Figura 23: Área foliar específica (AFE) de las plantas de melón, inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(Kruskal-Wallis, LSD 99%).
El área foliar específica (AFE), es el cociente que relaciona el área foliar con el
peso seco de las hojas. Se recomienda que el área foliar específica (AFE) sea lo más
pequeña posible, ya que así las plantas será más resistentes a la hora de su trasplante.
Podemos observar (Figura 22) que hay diferencias significativas estadísticamente según
(Kruskal-Wallis, LSD 99%) entre T1, T2 y T4, respecto al testigo, lo cual supone una
resistencia mayor en aquellas plantas a las cuales se les aplique dichos tratamientos.
68
Juan José Martínez Moya
4.2.14. Cociente de área foliar (CAF)
A continuación se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en el cociente de área foliar.
Figura 24: Cociente de área foliar (CAF) de las plantas de melón, inoculadas con las
distintas cepas de Trichoderma spp. Se compara con un tratamiento testigo (To).
(ANOVA LSD 95%).
Él Coeficiente de área foliar (CAF), se define como el cociente que relaciona el área
foliar con el peso seco total de las plántulas. En este caso pasa prácticamente lo mismo
que con el área foliar específica por lo que interesa que los valores sean bajos.
Según los resultados podemos observar que el T4 reduce significativamente
según (Kruskal-Wallis, LSD 99%) el CAF respecto al testigo, demostrando tener mayor
resistencia que el mismo. En los demás tratamientos se observa una pérdida de
resistencia respecto al control.
69
Juan José Martínez Moya
4.2.15. Índice de calidad hortícola al pre-trasplante
A continuación se muestran los resultados obtenidos tras la aplicación de Trichoderma
en sustrato y su efecto en calidad hortícola al pre-trasplante.
Figura 25: Índice propuesto en el trabajo (ICHP); Índice de calidad hortícola al pretrasplante de las plantas de melón, inoculadas con las distintas cepas de Trichoderma spp.
Se compara con un tratamiento testigo (To). (Kruskal-Wallis, LSD 99%).
Las diferencias significativas estadísticamente se realizaron mediante (Kruskal-Wallis,
LSD 99%). Los resultados dan a conocer que el T4 y el testigo tienen la mejor calidad
pre-transplante y son significativos con respecto a T3 y T1, por tanto, tan solo T4 se
equipara a la calidad del testigo.
70
Juan José Martínez Moya
4.3 Comparación de Trichoderma aggressivum en sustrato con Trichoderma
aggressivum aplicado en riego.
En la tabla (5), se muestran el conjunto de parámetros evaluados en el ensayo, para
cada uno de los tratamientos con sus valores correspondientes. Con la finalidad de hacer
más cómoda y rápida su consulta en caso necesario, se ha establecido un vínculo de tres
colores, indicativos de las diferencias significativas que puedan existir en comparación
al testigo. Así pues, el color naranja representa el valor del testigo, cada tratamiento
efectuado que presente éste color significa que está muy próximo a él, no existiendo por
tanto diferencias significativas. Por el contrario, el color verde nos indica en general un
resultado positivo, es decir, existirán diferencias significativas en comparación al testigo
de referencia. Por último, el color rojo indicará que por lo general (ya que en el caso del
parámetro índice tallo-raíz (ITR) los mejores valores son los más bajos) resultados
negativos, valores que se alejan de nuestro testigo sin mostrar diferencias de interés.
En la tabla (6), se muestra el conjunto de parámetros que Rodriguez 2013, evaluó en su
ensayo, de Trichoderma aggressivum aplicada en riego en plántulas de melón.
Valor superior al testigo de referencia (To), con diferencias significativas.
Valor igual o muy próximo al testigo de referencia (To), sin diferencias significativas.
Valor lejano respecto al testigo de referencia (To), las diferencias significativas
dependerán del
tipo de parámetro.
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Juan José Martínez Moya
Parámetro/
T1
T2
T3
T4
T0
Longitud tallo (cm)
5,66 cd
5,01 ab
5,30 bc
4,84 a
5,87 d
Número de hojas
3,45 a
3,75 bc
3,78 c
3,53 ab
3,70 bc
Diámetro (mm)
5,60 a
5,55 a
5,58 a
5,56 a
5,51 a
Peso seco raíz
0,11 ab
0,12 ab
0,12 b
0,11 a
0,15 c
Peso seco tallo
0,13 a
0,14 a
0,14 a
0,14 a
0,14 a
Peso seco hojas
0,48 b
0,47 ab
0,43 a
0,44 a
0,43 a
Área foliar
97,14 bc
92,05 b
104,15 c
82,32 a
92,05 b
IE
2,183 ab
2,220 b
2,205 ab
2,241 b
2,133 a
QI
0,065 a
0,072 b
0,066 ab
0,070 ab
0,064 a
AFE
204,7 b
199,7 b
243,3 b
187,5 a
218,0 c
CAF
134,7 c
127,5 b
151,1 d
120,4 a
129,0 bc
ICPH
10,17 a
12,35 bc
10,85 ab
12,92 c
12,89 c
Tratamiento
Tabla 5: Resultados obtenidos. Valores de cada parámetro con sus tratamientos.
Los resultados obtenidos por Rodríguez (2013) quién aplicó Trichoderma aggressivum
en riego son los siguientes:
Parámetro/
T1
T2
T3
T4
T0
Longitud tallo (cm)
5,60 a
6,32 bc
6,70 cd
5,91 ab
5,92 ab
Número de hojas
3,75 abc
3,83 bc
3,85 c
3,87 c
3,70 abc
Diámetro (mm)
5,60 ab
5,48 ab
6,00 c
5,51 ab
5,53 ab
Peso seco raíz
0,15 ab
0,16 bc
0,18 d
0,17 c
0,15 ab
Peso seco tallo
0,14 ab
0,15 bc
0,16 cd
0,14 a
0,14 a
Peso seco hojas
0,43 b
0,40 ab
0,41 ab
0,43 b
0,43 b
Área foliar
96,20 a
95,69 a
94,42 a
96,51 a
92,05 a
IE
2,19 cd
2,09 b
2,25 d
2,13 bc
2,14 bc
QI
0,38 cd
0,35 bc
0,37 cd
0,39 d
0,37 cd
AFE
218 a
224 ab
238 cd
230 bc
221 ab
CAF
129 ab
134 bc
133 bc
125 a
130 ab
ICPH
9,85 c
8,57 b
9,69 c
9,82 c
9,62 bc
Tratamiento
Tabla 6: Resultados obtenidos por tras la aplicación de T. aggressivum en riego.
72
Juan José Martínez Moya
Comparando ambos cuadros, se puede observar que los resultados de Trichoderma
aggressivum aplicada en riego, tiene una longitud de tallo superior a los aplicados en
Trichoderma aggressivum aplicada en sustrato, ya que demuestra que los tratamientos
T2 y T3, superan significativamente a los del T0, lo cual no ocurre en este proyecto,
inclusive ocurre lo contrario, dado que el T2, T3 y T4 disminuyen significativamente el
valor del testigo. Por lo tanto la aplicación en riego de Trichoderma aggressivum
agranda la longitud del tallo, en las plántulas de melón. El número de hojas en el
proyecto de Trichoderma aggressivum aplicada en riego, T3 y T4 superaron a T0, en el
proyecto actual ninguno de los tratamientos fue mayor. Hablando sobre el diámetro
podemos observar que T3 supero a T0, en el proyecto de Trichoderma aggressivum
aplicada en riego, mientras que en en Trichoderma aggressivum aplicada en sustrato los
valores son similares estadísticamente, entre los tratamientos y el testigo.
Si tenemos en cuenta el peso seco, empezando por el peso seco de la raíz, en el presente
proyecto de Trichoderma aggressivum aplicada en sustrato, los 4 tratamientos obtienen
valores significativos menores que el testigo, en el proyecto de Trichoderma
aggressivum aplicada en riego, T3 y T4 mejoraron significativamente respecto al
testigo.
El peso seco del tallo, en el proyecto de Trichoderma aggressivum aplicada en sustrato
los tratamientos dieron un valor similar al del testigo, en cambio, en el proyecto de
Trichoderma aggressivum aplicada en riego el testigo fue superado por los tratamientos
T2 y T3. El peso seco en hojas, en mi proyecto el resultado obtenido fue que solo el T1
obtuvo un valor superior al T0, mientras en el proyecto de Trichoderma aggressivum
aplicada en riego ninguno de los tratamientos supero a T0.
Para terminar con la comparación entre los datos obtenidos en nuestro ensayo con
respecto a los datos obtenidos en el ensayo de Trichoderma aggressivum aplicada en
riego, vamos a pasar a comparar los índices de calidad, empezando por el área foliar
especifica (AFE), que como recordamos anteriormente, los mejores valores para este
índice son valores bajos, aquí observamos que los valores de todos los tratamientos, en
mi proyecto mejora los tratamientos respecto a T0. En el proyecto de Trichoderma
aggressivum aplicada en riego, todos los tratamientos obtuvieron datos similares
significativamente. Sobre el coeficiente de área foliar (CAF), que al igual que el AFE,
los mejores valores son los valores bajos, se observa en mi proyecto que solo T4 mejoro
a T0, sin embargo en el proyecto de Trichoderma aggressivum aplicada en riego,
obtuvo valores similares al testigo.
73
Juan José Martínez Moya
El índice de calidad hortícola pre-trasplante en el proyecto actual empeoro todos los
tratamientos a T0, en el proyecto de Trichoderma aggressivum aplicada en riego,
obtuvo valores significativamente similares al T0.
74
Juan José Martínez Moya
5. Conclusiones
1.- La aplicación de Trichoderma agrressivum es beneficiosa para la planta. La
aplicación en riego mejora, en casi todos los parámetros estudiados. La aplicación en
riego según la comparación entre ambos proyectos es más beneficiosa que en sustrato.
2.- Existen diferencias en la aplicación de los diferentes aislados, en el efecto sobre las
plantas. La elección del mejor aislado está condicionada por otros factores.
75
Juan José Martínez Moya
76
Juan José Martínez Moya
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