...

Enfermedad de la Cabeza Amarilla - The Center for Food Security

by user

on
Category: Documents
0

views

Report

Comments

Transcript

Enfermedad de la Cabeza Amarilla - The Center for Food Security
Enfermedad de
la cabeza
amarilla
Síndrome de la cabeza amarilla
Autor: Jorge Cuéllar-Anjel
Última actualización:
Agosto de 2013
La Enfermedad de la Cabeza Amarilla (YHD) es una alteración sistémica de
origen viral, cuyas lesiones involucran la mayoría de los órganos vitales del camarón.
Importancia
Los primeros reportes del virus de la cabeza amarilla (YHV) fueron de estanque
de P. monodon en el Este de Tailandia en 1990–1991. Para 1992, se movió al sur
Tailandia y fue el causante de una gran mortalidad. EL YHV se encuentra en
cualquier lugar donde haya P. monodon cultivado incluyendo Tailandia, Taiwán
Provincia de China, Indonesia, Malasia, China, Filipinas y Vietnam. Pudo haber sido
responsable también del desastre más grande en Taiwán Provincia de China en 1987,
aunque las pérdidas debidas al YHV disminuyeron en severidad y frecuencia hacia
1994, año en el que el WSSV se convirtió en la primera causa de mortalidad de P.
monodon cultivado (5-15 g).
Hoy en día se sabe que el YHV está aún presente en los estanques de cultivo pero
los camarones rara vez presentan signos clínicos aunque permanecen infectados de
forma latente.
El impacto económico del YHV en Tailandia fue cercano a los 30 millones de
dólares en 1992 y 40 millones en 1993, por pérdidas en cosechas que tuvieron un
impacto muy fuerte en los productores.
Los camarones silvestres pueden ser infectados por el YHV, aunque no se conoce
el impacto sobre estas poblaciones. El virus dentro de los estanques de cultivo se
difunde a través del agua y también por vectores mecánicos o por crustáceos
infectados pero que son portadores asintomáticos (permanecen con infección latente)
como el P. merguiensis, Metapenaeus ensis, Palaemon styliferus y Acetes spp.). Otros
portadores como Euphausia superba pueden morir a causa del YHV. Crustáceos
como el camarón de agua dulce Macrobrachium rosenbergii, algunos cangrejos y la
Artemia han demostrado no ser susceptibles al virus.
La viabilidad en estado libre en el mar es de un par de horas. Los portadores
asintomático o con infección latente representan la principal amenaza para los
cultivadores de camarones, ya que a partir de dichos organismos el virus puede
transmitirse a camarones sanos susceptibles mediante cohabitación o por ingestión.
También se sabe que los padrotes (reproductores) infectados con el YHV, pueden
transmitir vía vertical el virus a sus progenies (larvas), especialmente si los protocolos
de bioseguridad y desinfección en las instalaciones de maduración no se llevan a cabo
estrictamente.
Etiología
De acuerdo con el Manual Acuático de la OIE (2012), el virus de la enfermedad
de la cabeza amarilla - YHV (genotipo 1) es uno de los seis genotipos conocidos del
complejo de virus de la cabeza amarilla y es el único agente conocido capaz de causar
la YHD. El virus conocido como genotipo 2 es el que está asociado a las branquias
(GAV). Tanto el virus GAV como los otros cuatro genotipos conocidos del complejo
(genotipos 3 a 6), suelen presentarse en Penaeus monodon “sanos” del este de África,
Asia y Australia y casi nunca se asocian con presencia de enfermedad. El YHV y
otros genotipos del complejo de la cabeza amarilla, han sido clasificados por la
Comisión Internacional de Taxonomía de Virus como las únicas especies del género
Okavirus, familia Roniviridae, orden de los Nidovirales, aunque hay cierta evidencia
de recombinación genética entre los genotipos.
Las partículas virales del YHV son baciliformes y tienen envoltura (40–60 nm ×
150–200 nm). Las envolturas están repletas de espículas prominentes que sobresalen
11 nm de la superficie. Las nucleocápsides tienen simetría helicoidal y un diámetro
de 20-30 nm. Los viriones están formados por tres proteínas estructurales
(nucleoproteína p24 y glucoproteínas de envoltura gp64 y gp116) y por un genoma de
ARN monocatenario de sentido positivo de 26 kb.
La prevalencia del virus del complejo de la cabeza amarilla en P. monodon sanos,
suele ser muy elevada (50–100%) mediante detección con RT-PCR tanto en
poblaciones de cultivo como silvestres de África, Asia y Australia, aunque la
prevalencia de genotipos individuales varía según el origen geográfico de los
camarones. La prevalencia del YHV (genotipo 1) puede ser baja (>1%) en P.
2015-0306
© 2013
page 1 of 7
Enfermedad de la cabeza amarilla
monodon silvestres o de cultivo, pero podría ser
cercana al 100% en estanques con brotes de enfermedad. La
prevalencia de infección en camarones sanos suele ser más
baja cuando se utilizan otros métodos de detección menos
sensibles como la histología, inmunotransferencia, dot-blot
o hibridación in-situ.
El YHV puede permanecer viable en el agua de mar
aireada hasta por 72 horas. Se inactiva calentándolo a 60°C
durante 15 minutos. No se han obtenido infecciones de alta
multiplicidad por YHV en cultivos celulares, con títulos de
0,001 en cultivo celular primario de órgano linfoide a los 4
días
post-infección.
Bajo
condiciones
in vivo, los signos clínicos en P. monodon se presentan
entre 7 y 10 días post-infección. El YHV se replica en el
citoplasma de las células infectadas en las que
hay abundantes precursores filamentosos largos de
las nucleocápsides y allí los viriones germinan hacia el
interior de vesículas citoplásmicas en disposiciones
paracristalinas densamente concentradas para salir a nivel
de la membrana citoplásmica.
Especies afectadas
Hasta la fecha, el YHV ha producido brotes de
enfermedad únicamente en cultivos de camarón tigre
gigante (P. monodon) y en el camarón blanco del Pacífico
(L. vannamei), aunque también hay casos de infecciones
naturales en el langostino japonés (P. japonicus), langostino
banana (P. merguiensis), camarón azul (L. stylirostris),
camarón blanco norteño (P. setiferus), camarón resbaloso
(Metapenaeus ensis), camarón rosna (Palaemon styliferus)
y el krill (Acetes sp.).
Se ha reportado infección experimental en especies de
camarones penaeidos, palemónidos y krills tales como el
langostino tigre marrón (P. esculentus), camarón café
norteño (P. aztecus), camarón rosado norteño (P.
duorarum), camarón rabo verde (Metapenaeus bennettae),
camarón krakatoa (Macrobrachium sintangense), camarón
carpintero (Palaemon serrifer), camarón de pasta (Acetes
sp.) y Palaemonetes pugio. Algunas pruebas de laboratorio
han demostrado alta mortalidad en P. monodon, L.
vannamei, L. stylirostris, P. aztecus, P. duorarum, M.
sintangense, P. styliferus y P. serrifer.
Como portadores asintomáticos se pueden incluir
especies de camarones de aguas salobres tales como el
Palaemon styliferus y Acetes sp. (organismos hallados en
estanques de cultivo de camarón). Especímenes de P.
merguiensis y Metapenaeus ensis han mostrado ser
resistentes al virus YHV bajo condiciones de estanques de
cultivo, pero han logrado infectarse de manera experimental
a través de pruebas de desafío.
A nivel experimental se ha demostrado que estadios de
postlarva de las especies de camarones penaeidos
americanos L. vannamei, L. stylirostris, P. setiferus, P.
aztecus y P. duorarum, tienen cierta resistencia al virus
YHV. Sin embargo, juveniles de dichas especies sí se
pueden infectar con el virus, sufriendo así graves
Última actualización: Agosto de 2013
© 2013
mortalidades. En contraste, postlarvas de P. merguiensis
mantenidas en estanques con P. monodon infectados por el
YHV, no expresaron signos clínicos de la enfermedad. En
cuanto a las fases susceptibles de la enfermedad, los
camarones P. monodon son susceptibles a la infección por
el YHV en fases posteriores a pl-15 y el M. japonicus es
menos susceptible hacia los 20 g que organismos de 6–13 g
de la misma especie.
Como hospedadores susceptibles al YHV, se han
descrito infecciones naturales y/o experimentales en
camarón jumbo o camarón tigre gigante (Penaeus
monodon), camarón tigre marrón (Penaeus esculentus),
camarón japonés (Marsupenaeus japonicus), camarón
banano (Fenneropenaeus merguiensis), camarón patiblanco
o camarón blanco del Pacífico (Litopenaeus vannamei),
camarón azul (Litopenaues stylirostris), camarón blanco
norteño
(Litopenaeus
setiferus),
camarón
café
(Farfantepenaeus
aztecus),
camarón
rosado
(Farfantepenaues
duorarum),
camarón
resbaloso
(Metapenaeus ensis), camarón rabo verde (Metapenaeus
bennettae), camarón de agua dulce (Machrobrachium
sintangene), camarón rosna (Palaemon styliferus), camarón
carpintero (Palaemon serrifer), camarón de pasta (Ascetes
sp.) y krill (Euphasia superba).
La susceptibilidad a la infección y la persistencia a
largo plazo de organismos acuáticos silvestres que son
portadores del YHV o son sospechosos de serlo, sugiere
que existe una gran variedad de camarones penaeidos y de
palemónidos silvestres que podrían actuar como portadores
asintomáticos en estanques de cultivo de camarón. Aunque
la susceptibilidad a la enfermedad varía según la especie,
pruebas de laboratorio han demostrado que el YHV puede
causar mortalidad alta en P. monodon, L. vannamei, L.
stylirostris, F. aztecus, F. duorarum, M. sintangene, P.
styliferus y P. serrifer.
Órganos y tejido blanco
Los tejidos blancos de la enfermedad de la cabeza
amarilla son aquellos de origen ectodérmico y
mesodérmico, entre los que se incluyen el órgano linfoide,
tejido hematopoyético, hemocitos, laminillas branquiales,
tejido conjuntivo esponjoso del subcutis, intestino, glándula
antenal, gónadas, cordón y ganglios nerviosos.
Distribución geográfica
La enfermedad de la cabeza amarilla ha sido reportada
en la República Popular de China, India, Indonesia,
Malasia, Filipinas, Sri Lanka, Taiwán, Tailandia, y
Vietnam. El virus GAV y otros genotipos del complejo de
la cabeza amarilla en poblaciones sanas de P. monodon, han
sido descritos en Australia, India, Indonesia, Malasia,
Mozambique, Filipinas, Taiwán, Tailandia y Vietnam.
En América se considera como una enfermedad
exótica, ya que no se han reportado brotes y tampoco se ha
confirmado su presencia mediante técnicas inmunológicas o
moleculares. Aun así, se ha reportado la presencia del virus
Página 2 de 7
Enfermedad de la cabeza amarilla
YHV en camarones congelados procedentes de Asia e
importados a los Estados Unidos.
Transmisión
El YHV se puede transmitir por inyección,
cohabitación, ingestión de tejidos infectados o inmersión en
extractos de tejido infectado. Se ha logrado inducir la
enfermedad por inyección de extractos de camarón de pasta
(Acetes sp.) procedentes de estanques infectados con YHV.
Así mismo, el virus se transmite verticalmente de los
reproductores (macho o hembra) a las larvas por posible
contaminación de la superficie o por infección del tejido
que rodea a los huevos fecundados.
Signos clínicos
Cuando se desarrolla la enfermedad se pueden describir
los siguientes signos clínicos:
• Aumento súbito del apetito y del consumo de
alimento, durante varios días de adultos y juveniles
(50 a 70 días de P. monodon)
• Se puede presentar coloración amarilla del
cefalotorax.
• Posterior a esto los camarones sufren de anorexia y
mueren
por
inanición
combinada
con
complicaciones sistémicas a causa de la
enfermedad, incluso en un solo día
• En fase terminal, pueden apreciarse camarones con
cefalotórax amarillo nadando cerca a la superficie
de los estanques y al tercer día se presenta
mortalidad masiva en el estanque afectado.
• Pueden presentar también palidez corporal,
hepatopáncreas
amarillo
pálido,
branquias
blanquecinas, amarillas o café.
• La infección puede presentarse desde la fase de
postlarvas, sin embargo se espera que las altas
mortalidades se presenten en etapa juvenil
temprana y tardía
Morbilidad y Mortalidad
La enfermedad de la cabeza amarilla es una condición
patológica grave que puede llegar a producir mortalidades
hasta del 100% en estanques de cultivo de P. monodon
infectados, aproximadamente 3 días después de la aparición
de los primeros signos clínicos. Bajo la figura etiológica del
GAV, en Australia se han reportado mortalidades de hasta
un 80% en estanques de producción de P. monodon.
Diagnóstico
La detección del YHV se puede hacer mediante RTRCP, dot-blot, hibridación in situ, histopatología (en
camarones moribundos, por la presencia de inclusiones
intensamente basofílicas teñidas con hematoxilina y eosina
en cortes de estómago y branquias) o simplemente por una
fijación rápida de branquias y tinción para revisarla luego
al microscopio.
Última actualización: Agosto de 2013
© 2013
Diagnóstico clínico (de campo)
Aunque el YHV puede infectar camarones en estadio
de postlarvas, las mortalidades masivas suelen observarse
en estadios de juveniles. Como una característica notable en
el campo, puede darse un incremento súbito en el aumento
de consumo de alimento, seguido por un cese repentino de
la alimentación luego de 2 - 4 días desde la aparición de los
signos clínicos. Los camarones moribundos suelen verse en
la superficie y aglomerados sobre los bordes de los
estanques de cultivo.
Los camarones moribundos suelen tener coloración
blanquecina en general y algo amarillenta en el cefalotórax,
causada esta última por el color amarillo del hepatopáncreas
propio durante la enfermedad, pudiendo parecer muy
blando en comparación con un hepatopáncreas normal cuyo
color suele ser café.
Las manifestaciones clínicas en camarones con
enfermedad grave tales como natación cerca de la superficie
y en los bordes de los estanques, el cese de la alimentación,
enrojecimiento del cuerpo y de los apéndices y la
coloración de las branquias entre rosa y amarillo, no se
consideran patognomónicos para la enfermedad de la
cabeza amarilla.
Diagnóstico diferencial
El diagnóstico diferencial incluye al virus GAV, para
lo cual puede utilizarse como herramienta diagnóstica una
RT-PCR anidada para la detección genómica de la etiología
de interés durante un brote de enfermedad o para un estudio
epidemiológico de portadores asintomáticos. Aunque
algunas pruebas moleculares no detectan todos los
genotipos conocidos del complejo de la cabeza amarilla y el
genotipo 3 podría reaccionar como GAV, un nuevo kit
comercial de RT-PCR anidada sí detecta los seis genotipos
actualmente conocidos (incluidos el YHV y el GAV), pero
no diferencia los genotipos. Para esto, habría que realizar
un análisis de la secuencia de nucleótidos del producto de la
RT-PCR.
Análisis de laboratorio
Posterior al análisis de los signos clínicos y los
antecedentes de posible contaminación, con este virus, se
establece el diagnóstico presuntivo de la Enfermedad de la
Cabeza Amarilla que deberá ser confirmado por una o más
de las siguientes técnicas:
• Histopatología
• RT-PCR
• Hibridación In situ
• Tinción de hemocitos con el método de rutina de
Wright-Giemsa
• Anticuerpos monoclonales
Toma de muestras para laboratorio
La elección de camarones para hacer un diagnóstico
durante un brote de la enfermedad, debe incluir la captura
de camarones moribundos obtenidos en los bordes de los
estanques, aunque también camarones aparentemente sanos
Página 3 de 7
Enfermedad de la cabeza amarilla
del mismo estanque como control. Se pueden obtener
camarones en estadio de misis, postlarva, juvenil o adulto.
Para la conservación de las muestras para su posterior
envío al laboratorio, los tejidos de camarones moribundos
deben congelarse justo luego de la captura en hielo
seco/alcohol y mantenerse en adelante congelados en hielo
seco, nitrógeno líquido o a -80°C. No es conveniente
congelarlos a temperaturas de -20°C o mayores.
Cuando las muestras van a ser sometidas a pruebas
moleculares como PCR, deben ser fijadas en abundante
etanol absoluto grado analítico (95 – 99%), así como en
preservantes comerciales para ARN tales como el
RNAlater.
Si las muestras van a ser sometidas a histología, se
deben fijar en Davidson, aunque la formalina al 10% en
agua marina podría ser también una alternativa útil. Para
este tipo de técnica se requiere que los camarones
capturados se encuentren visiblemente enfermos con
presencia de los signos clínicos mencionados
anteriormente) y que se encuentren vivos y moribundos.
Los animales enfermos seleccionados para histopatología,
deben ser entre 5 y 10 por población (estanque o cuerpo de
agua) y deben ser fijados mediante inyección con solución
fijadora de Davidson-AFA (etanol absoluto: 33%,
formaldehído: 22%, ácido acético glacial: 11.5% y agua
destilada: 33.5%).
Para fines prácticos se fijan tejidos del cefalotórax de
camarones moribundos sospechosos en fijador de
Davidson, se preparan cortes de tejido y se tiñen con
hematoxilina y eosina (H/E) de Meyer utilizando
procedimientos histológicos de rutina. Se examinan los
cortes mediante microscopía óptica y se averigua si
presentan cantidades moderadas a altas de inclusiones
citoplasmáticas intensamente basófilas, teñidas de manera
uniforme, esféricas, de unos 2 μm de diámetro o más
pequeñas en los tejidos de origen ectodérmico y
mesodérmico. El órgano linfoide, epitelio cuticular de
estómago y las branquias son tejidos especialmente útiles
para el diagnóstico.
Las muestras que van a ser sometidas a microscopía
electrónica de transmisión (TEM), deben ser tomadas
directamente de camarones vivos. Inicialmente se
inmovilizan los camarones vivos mediante inmersión en
agua helada por unos segundos o también se pueden
sacrificar mediante inyección con al menos 10 volúmenes
de glutaraldehído al 6% mantenido a 4°C y tamponado con
solución de cacodilato de sodio (Na[CH3]2AsO2.3H2O)
(8,6 g de cacodilato de Na, 10 g de NaCl, agua destilada
para llegar a los 100 ml, ajustado a pH 7 con HCl 0,2 N) o
solución de fosfato (0,6 g de NaH2 PO4.H2O, 1,5 g de Na2
HPO4, 1 g de NaCl, 0,5 g de sacarosa, agua destilada para
llegar a los 100 ml, se ajusta a pH 7 con HCl 0,2 N). La
fijación se hace a menos durante 24 horas antes de ser
procesados. El procesado consiste en la post-fijación con
tetróxido de osmio al 1%, deshidratación, inclusión, corte y
Última actualización: Agosto de 2013
© 2013
tinción con acetato de uranilo y citrato de plomo, de
acuerdo con los protocolos de rutina para TEM.
En cuanto a muestreos para estudios de vigilancia
epidemiológica mediante RT-PCR, el tamaño de muestra se
debe determinar función de la prevalencia esperada y del
intervalo de confianza esperado para la detección de la
enfermedad. Considerando que las poblaciones de cultivo
de camarones son en los estanques superiores a los 100.000
organismos, si la prevalencia esperada supera el 5%, para
detectar la enfermedad con un grado de confianza de 95%
se necesitaría capturar al azar un total de 60 camarones para
ser analizados de manera individual. El órgano linfoide, las
branquias y la hemolinfa son los tejidos más adecuados
para la detección genómica del virus en muestras de
camarones moribundos o sospechosos.
Hallazgos en las pruebas de laboratorio
Histopatología
Los principales hallazgos histopatológicos ocasionados
por el YHV incluyen hipertrofia nuclear, disminución y
marginación de la cromatina y desplazamiento lateral del
nucléolo. Casos más avanzados de la enfermedad presentan
necrosis generalizada multifocal o difusa, picnosis y
cariorrexis e inclusiones intracitoplasmáticas perinucleares
basofílicas esféricas de
aproximadamente 2 μm de
diámetro o menores en tejidos de origen mesodérmico o
ectodérmico. Los principales tejidos afectados incluyen
células pilar y epiteliales de las lamelas branquiales, tejido
hematopoyético, órgano linfoide, hemocitos, gónadas,
músculo, intestino, tejido conectivo esponjoso del subcutis,
glándula antenal, cordón y ganglios nerviosos, entre otros.
Para diagnóstico es muy útil la observación del órgano
linfoide, epitelio cuticular del estómago y branquias.
Suele presentarse también respuesta inflamatoria
caracterizada por infiltración hemocítica. Hay un tipo
especial de células presentes en camarones infectados por
YHV que son de ayuda diagnóstica; son usualmente
esféricas y con citoplasma uniforme, basofílicos tenues y
con núcleo esférico y central. Se presentan en cantidades
variables y se observan en espacios hemales de las
branquias, corazón, hepatopáncreas y glándula antenal,
entre otros. Estas células podrían ser hemocitos inmaduros
liberados de forma temprana por el tejido hematopoyéticos
como consecuencia por la hemocitopenia producida por el
YHV.
Microscopía electrónica
Se observan precursores de la nucleocápside y viriones
completos en el citoplasma. Estos precursores son
filamentos de ~15 nm de diámetro y longitud entre 80 y 450
nm, algunas veces concentrados en series paracristalinas.
Los Viriones se observan como partículas baciliformes con
envoltura de 40–60 nm × 150–200 nm, con extremos
redondeados y protuberancias prominentes que sobresalen
de la superficie, tanto intracitoplasmáticos como sobre la
membrana celular y en los espacios intersticiales. Con este
Página 4 de 7
Enfermedad de la cabeza amarilla
método no es posible diferenciar los Viriones de YHV de
los del GAV.
En camarones P. monodon sanos y con infección
crónica por YHV o GAV, se pueden observar en el órgano
linfoide tanto esferoides (hiperplasia nodular) como
necrosis. Estos hallazgos no son patognomónicos ya que
también se observan por infección con otros virus de
camarones marinos.
Medidas recomendadas ante la sospecha
de la enfermedad de la Cabeza Amarilla
Criterios de diagnóstico confirmativo
Caso sospechoso. Brote de enfermedad en camarones
marinos con mortalidades acumuladas de hasta el 100% en
estadios juveniles; pueden ser precedidas por cese de la
alimentación y acumulación de camarones enfermos en las
orillas de los estanques. Los camarones en fase aguda
crítica (moribundos) se ven pálidos y con el cefalotórax
amarillento. En el estudio histológico del órgano linfoide se
observan inclusiones intracitoplasmáticas basófilas,
esféricas y con diámetro de 2 μm o menos.
Caso confirmado. La enfermedad de la cabeza
amarilla se confirma mediante hibridación in situ, por la
detección de infección elevada en tejidos de origen
ectodérmico y mesodérmico. Así mismo, mediante RT-PCR
en la que se obtienen reacciones positivas.
Notificación a las autoridades
La Enfermedad de la Cabeza Amarilla es una
enfermedad de camarones penaeidos que debe ser
notificada ante la Organización Mundial de Sanidad Animal
(OIE, por sus siglas en francés). Los requisitos para la
notificación de la enfermedad a las naciones miembro de la
OIE y las pautas de importación/exportación pueden
consultarse en el Código Sanitario para los Animales
Acuáticos de la OIE [http://www.oie.int/es/normasinternacionales/codigo-acuatico/acceso-en-linea/].
Los
veterinarios que detecten un caso de enfermedad de la
cabeza amarilla, deben seguir las pautas nacionales y/o
locales para la notificación y las pruebas de diagnóstico
correspondientes. Sin embargo, se debe recalcar que esta
es una enfermedad catalogada como exótica en las
Américas y su aparición se consideraría “grave” para la
industria del continente.
Medidas de Control para la enfermedad
de la cabeza amarilla
Hasta el momento, no han sido desarrollados métodos
de inmunización con resultados efectivos de manera
consistente y tampoco existen reportes científicamente
confirmados sobre métodos de control mediante
quimioterapia o inmunoestimulación. Existen pruebas de
laboratorio que han mostrado cierto grado de resistencia de
algunas familias de L. vannamei al virus YHV, aunque no
se ha reportado hasta la fecha ningún evento de siembra o
repoblación con organismos o especies resistentes bajo
condiciones de cultivo.
Algunas medidas para el bloqueo viral se han evaluado
para el YHV. En camarones inyectados con ARN de doble
cadena (dsRNA) homólogo a regiones del gen ORF1a/1b
del virus, se puede inhibir la replicación viral y se han
logrado prevenir mortalidades luego de la exposición
experimental de camarones al virus YHV. El mecanismo de
acción antiviral está relacionado con el ARN de
interferencia (ARNi).
Como medidas prácticas de manejo, es recomendable
utilizar poslarvas de camarones para la siembra de
estanques, que tengan el estatus de “libres de patógeno
específico” (YHV en este caso) o que mediante la prueba de
RT-PCR hayan sido negativos; así mismo, utilizar agua
biosegura en los sistemas de cultivo.
Los programas para la erradicación del virus YHV en
estanques de cultivo podrían ser similares a las de otros
virus en acuicultura e incluyen preparación y desinfección
de estanques, eliminación de portadores, tratamiento del
agua de recambio con cloro (30 ppm de ingrediente activo),
filtrado del agua de entrada de los estanque con mallas
finas, evitar el uso de alimento fresco, buscar estabilidad de
las condiciones ambientales del cultivo, desinfección de los
estanque infectados antes del drenado del agua, monitoreo
periódico mediante pruebas de PCR, producción de
reproductores y poslarvas libres del virus. El uso
experimental
de
suplementos
alimenticios,
inmunoestimulantes y probióticos no ha producido
resultados concluyentes.
Salud pública
Los humanos no son propensos a contraer el virus de la
enfermedad de la cabeza amarilla.
Recursos en internet
http://www.oie.int/esp/normes/fmanual/2.2.08_YHD.pdf
http://web.oie.int/esp/normes/fmanual/pdf_es/2.3.3_Enferm
edad_de_la_cabeza_amarilla.pdf
http://www.oie.int/fileadmin/Home/esp/Health_standards/a
ahm/2010/2.2.08_YHD.pdf
http://www.panoramaacuicola.com/articulos_y_entrevistas/
2011/05/03/enfermedades_virales_en_camaronescultivados
_en_el_hemisferio_oesteuna_resena.html
sthash.ANvey92Y.dpuf
http://es.scribd.com/doc/21275653/Guia-Patologia-eInmunologia-de-Camarones-Penaeidos
http://www.lib.noaa.gov/retiredsites/japan/aquaculture/proc
eedings/report32/lightner_corrected.pdf
http://www.int-res.com/articles/dao2004/57/d057p193.pdf
http://www.fao.org/docrep/009/a0086s/A0086S08.htm
Última actualización: Agosto de 2013
© 2013
Página 5 de 7
Enfermedad de la cabeza amarilla
Khongpradit R., Kasornchandra J. & Boonyaratalin S. 1995.
Susceptibility of the postlarval stages of black tiger shrimp (Penaeus
monodon) to yellow-head baculovirus (YBV).In: Diseases in Asian
Aquaculture II, Shariff M., Subasinghe R.P. & Arthur J.R., eds.
Asian Fisheries Society, Manila, the Philippines, p. 6.
Lightner D.V. (ED.). 1996. Handbook of Pathology and Diagnostic
Procedures for Diseases of Penaeid Shrimp.World Aquaculture
Society, Baton Rouge, USA.
Lightner D.V., Hasson, K.W., White, B.L. & Redman R.M. 1998.
Experimental infection of western hemisphere penaeid shrimp with
Asian white spot syndrome virus and Asian yellow head virus.J.
Aquat. Anim. Health, 10, 271–281.
Loh P.C., Cesar E., Nadala B. Jr,Tapay L.M. & Lu Y. 1998. Recent
developments in immunologically-based and cell culture protocols
for the specific detection of shrimp viral pathogens. In: Advances in
Shrimp Biotechnology, Flegel T.W., ed. National Center for
Genetic Engineering and Biotechnology, Bangkok, Thailand, 255–
259.
Longyant S., Sattaman S., Chaivisuthangkura P., Rukpratanporn S.,
Sithigorngul W. & Sithigorngul P. 2006. Experimental infection of
some penaeid shrimps and crabs by yellow head virus (YHV).
Aquaculture, 257, 83–91.
Longyant S., Sithigorngul P., Chaivisuthangkura P., Rukpratanporn S.,
Sithigorngul W. & Menasveta P. 2005. Differences in the
susceptibility of palaemonid shrimp species to yellow head virus
(YHV) infection. Dis. Aquat. Org., 64, 5–12.
Lu Y.,Tapay L.M.,Brock J.A.& Loh P.C. 1994. Infection of the yellow
head baculo-like virus (YBV) in two species of penaeid shrimp
Penaeus stylirostris (Stimpson) and Penaeus vannamei (Boone).J.
Fish Dis., 17, 649–656.
Ma H., Overstreet R.M. & Jovonovich J.A. 2009. Daggerblade grass
shrimp (Palaemon etespugio): A reservoir host for yellow-head
virus (YHV). J. Invert. Pathol.101, 112–118.
Morales, V. y J. Cuéllar-Anjel (eds.). 2008. Guía Técnica de Patología e
Inmunología de Camarones. Programa CYTED Red II-D
Vannamei, Panamá, Rep. de Panamá. ISBN 978-9962-661-02-3.
pp. 258.
Oanh D.T., Van Hulten M.C., Cowley J.A. & Walker P.J. 2011.
Pathogenicity of gill-associated virus and Mourilyan virus during
mixed infections of black tiger shrimp (Penaeus monodon).J. Gen.
Virol., 92, 893–901.
Organismo Internacional Regional de Sanidad Agropecuaria (OIRSA).
2006. Plan de emergencia para el control y erradicación de la
enfermedad de la cabeza amarilla del camarón en el área del
OIRSA. San Salvador, El Salvador.
Organización Mundial de la Sanidad Animal (OIE). 2012. Código
Sanitario Para Animales Acuáticos. París, Francia.
Organización Mundial de la Sanidad Animal (OIE). 2012. Manual de
Pruebas de Diagnóstico para los animales acuáticos. París, Francia.
Sanchez-Barajas M., Linan-Cabello M.A. & Mena-Herrera A. 2009.
Detection of yellow-head disease in intensive freshwater production
systems of Litopenaeus vannamei. Aquacult. Internat. n17, 101–
112.
Senapin S., Thaowbut Y., Gangnonngiw W., Chuchird N., Sriurairatana
S. & Flegel Tw. 2010. Impact of yellow head virus outbreaks in the
whiteleg shrimp, Penaeus vannamei (Boone), in Thailand.J. Fish
Dis., 33 (5), 421–430.
Referencias
Alday de Graindorge Victoria. 2000. el Virus de la Cabeza Amarilla
Información General Técnicas de Diagnóstico y Prevención [en
línea]. Fundación CENAIM – ESPOL. http://
www.cenaim.espol.edu.ec/publicaciones/boletin53/articulos.pdf.
Castro-Longoria R., Quintero-Arredondo N., Grijalva-Chon J.M. &
Ramos-Paredes J. 2008. Detection of the yellow-head virus (YHV)
in wild blue shrimp, Penaeus stylirostris, from the Gulf of
California and its experimental transmission to the Pacific white
shrimp, Penaeus vannamei. J. Fish Dis., 31 (12), 953–956.
Chantanachookin C., Boonyaratpalin S., Kasornchandra J.,
Direkbusarakom S., Aekpanithanpong U., Supamattaya
K.,Sriuraitana S.& Flegel T.W. 1993. Histology and ultrastructure
reveal a new granulosis-like virus in Penaeus monodon affected by
yellow-head disease. Dis. Aquat. Org., 17, 145–157.
Cowley J.A., Cadogan L.C., Wongteerasupaya C., Hodgson R.A.J.,
Spann K.M., Boonsaeng V. & Walker P.J. 2004. Differential
detection of gill-associated virus (GAV) from Australia and yellow
head virus (YHV) from Thailand by multiplex RT-nested PCR.J.
Virol. Methods, 117, 49–59.
Cowley J.A., Hall M.R., Cadogan L.C., Spann K.M. & Walker P.J.
2002. Vertical transmission of gill-associated virus (GAV) in the
black tiger prawn Penaeus monodon. Dis. Aquat. Org., 50, 95–104.
Cowley J.A., Walker P.J., Flegel T.W., Lightner D.V., Bonami J.R.,
Snijder E.J. & De Groot R.J. 2012.Family Roniviridae.In: Virus
Taxonomy,IXth Report of the International Committee on
Taxonomy of Viruses, King A., Adams M., Carstens E. &
Lefkowitz E.J., eds. Elsevier, Academic Press, London, UK, 797–
801.
Cowley, J. A., Dimmock, C. M., Wongteerasupaya, C., Boonsaeng, V.,
Panyim, S., and Walker, P. J., 1999, Yellow head virus from
Thailand and gill-associated virus from Australia are closely related
but distinct viruses. Dis. Aquat. Org. 36:153–157.
Cuéllar-Anjel, J., Corteel, M., Galli, L., Alday-Sanz, V. and Hasson,
K.W. 2010. Principal Shrimp Infectious Diseases, Diagnosis and
Management. In: The Shrimp Book, ed. Victoria Alday-Sanz,
Nottingham University Press, U.K. ISBN 978-1-904761-59-4. pp.
930.
Flegel T.W., Boonyaratpalin S. & Withyachumnarnkul B. 1997.Current
status of research on yellow-head virus and white-spot virus in
Thailand. In: Diseases in Asian Aquaculture III, Flegel T.W. &
McRae I.H., eds. Fish Health Section, Asian Fisheries Society,
Manila, the Philippines, 285–296.
Flegel T.W., Fegan D.F. & Sriurairatana S. 1995a. Environmental
control of infectious shrimp diseases in Thailand.In: Diseases in
Asian Aquaculture II, Shariff M., Subasinghe R.P. & Arthur J.R.,
eds. Asian Fisheries Society, Manila, the Philippines, 65–79.
Flegel T.W., Sriurairatana S., Wongterrasupaya C., Boonsaeng V.,
Panyim S. & Withyachumnarnkul B. 1995b. Progress in
characterization and control of yellow-head virus of Penaeus
monodon.In: Swimming Through Troubled Water, Proceedings of
the Special Session on Shrimp Farming, Aquaculture ’95, Browdy
C.L. & Hopkins J.S., eds. World Aquaculture Society, Baton
Rouge, USA, 76–83.
Hasson K.W., Hasson J., Aubert H., Redman R.M. & Lightner D.V.
1997. A new RNA-friendly fixative for the preservation of penaeid
shrimp samples for virological assay using cDNA probes. J. Virol.
Methods,66, 227–236.
Última actualización: Agosto de 2013
© 2013
Página 6 de 7
Enfermedad de la cabeza amarilla
Spann K.M. Donaldson R.A. Cowley J.A. & Walker P.J. 2000.
Differences in susceptibility of some penaeid prawn species to gillassociated virus (GAV) infection. Dis. Aquat. Org., 42, 221–225.
Spann K.M., Cowley J.A., Walker P.J. & Lester R.J.G. 1997. A yellowhead-like virus from Penaeus monodon cultured in Australia.Dis.
Aquat. Org., 31, 169–179.
Spann K.M., McCulloch R.J., Cowley J.A. & Walker P.J. 2003.
Detection of gill-associated virus (GAV) by in situ hybridisation
during acute and chronic infections in Penaeus monodon and
Penaeus esculentus shrimp. Dis. Aquat. Org., 56, 1–10.
Stentiford G.D., Bonami J.R. & Alday-Sanz V. 2009. A critical review
of susceptibility of crustaceans to Taura syndrome, Yellowhead
disease and White Spot Disease and implications of inclusion of
these diseases in European leglislation. Aquaculture,291, 1–17.
Tang K.F.J. & Lightner D.V. 1999. A yellow head virus gene probe:
nucleotide sequence and application for in situ hybridization. Dis.
Aquat. Org., 35, 165–173.
Tang K.F.J., Spann K.M., Owens L. & Lightner D.V. 2002. In situ
detection of Australian gill-associated virus with a yellow head virus
gene probe.Aquaculture,205, 1–5.
Walker P.J., Cowley J.A. Spann K.M., Hodgson R.A.J. Hall M.R &
Withyachumnarnkul B. 2001. Yellow head complex viruses:
Transmission cycles and topographical distribution in the AsiaPacific Region. In: The New Wave, Proceedings of the Special
Session on Sustainable Shrimp Culture, Aquaculture 2001, Browdy
C.L. &Jory D.E., eds. The World Aquaculture Society, Baton
Rouge, LA, USA, 292–302.
Wijegoonawardane P.K.M., Cowley J.A. & Walker P.J. 2008b.
Consensus RT-nested PCR to detect yellow head virus genotypes in
penaeid shrimp.J. Virol. Methods, 153, 168–175.
Wijegoonawardane P.K.M., Cowley J.A., Phan T., Hodgson R.A.J.,
Nielsen L., Kiatpathomchai W. & Walker P.J. 2008a. Genetic
diversity in the yellow head nidovirus complex. Virology 380, 213–
225.
Wijegoonawardane P.K.M., Cowley J.A., Sittidilokratna, N.,
Phetchampai, N., Cowley, J.A., Gudkovs, N. & Walker P.J. 2009.
Homologous genetic recombination in the yellow head complex of
nidoviruses infecting Penaeus monodon shrimp. Virology doi:
1016/j.virol.2009.04.015.
Wongteerasupaya C., Boonsaeng V., Panyim S., Tassanakajon A.,
Withyachumnarnkul B. & Flegel T.W. 1997. Detection of yellowhead virus (YHV) of Penaeus monodon by RT-PCR
amplification.Dis. Aquat. Org., 31, 181–186.
Wongteerasupaya C., Sriurairatana S., Vickers J.E., Akrajamorn A.,
Boonsaeng V., Panyim S., Tassanakajon A., Withyachumnarnkul
B. & Flegel T.W. 1995. Yellow-head virus of Penaeusmonodon is
an RNA virus. Dis. Aquat. Org.,22, 45–50.
Última actualización: Agosto de 2013
© 2013
Página 7 de 7
Fly UP